Capítulo 12: Electroforesis

En biología molecular, una gran cantidad de técnicas que se realizan comúnmente requieren el uso de la electroforesis, por lo que supone una parte importante del procedimiento sistemático del análisis (separación, purificación, preparación) de los ácidos nucleicos y las proteínas. La mayoría de las biomoléculas poseen una carga eléctrica cuya magnitud depende del pH del medio en el que se encuentran; como consecuencia, pueden desplazarse cuando se ven sometidas a un campo eléctrico hacia el polo de carga opuesta al de la molécula. A diferencia de las proteínas, que pueden tener una carga positiva o negativa, los ácidos nucleicos sólo poseen carga negativa, debido a su esqueleto de fosfatos. Por lo tanto, en una electroforesis, los ácidos nucleicos migrarán hacia el polo positivo; es decir, el ánodo. En el caso de las proteínas se realiza pretratamiento con detergentes, como el dodecilsulfato de sodio (SDS), que les confiere carga negativa; con ello se homogenizan las proteínas de la muestra y todas migrarán hacia el polo positivo, y sólo se separarán por tamaño.

El principio de la electroforesis consiste en la migración proporcional de las moléculas a través de un gel u otro tipo de matriz porosa, según su peso molecular o tamaño; movimiento generado por el campo eléctrico.

Para realizar una electroforesis se requiere de una serie de elementos que se describen a continuación, que se enlistan en la figura 12-1.

Cámara de electroforesis

La cámara de electroforesis es un dispositivo que permite la generación de un campo eléctrico alrededor de un gel donde se depositan las muestras. Este campo se genera dentro de una solución amortiguadora en la que se encuentra sumergido el gel que contiene las muestras; el alto contenido de electrolitos permite la transmisión de la corriente eléctrica, manteniendo el pH estable al paso de la corriente. La cámara cuenta con dos polos que se conectan a una fuente de energía. En las cámaras de electroforesis vertical el polo positivo se encuentra en la parte inferior de la cámara (figura 12-2A) y en las horizontales, en uno de los extremos (figura 12-2B). En ambos tipos de cámaras el polo positivo se distingue con color rojo y el negativo con negro.

Gel

La muestra debe colocarse sobre un medio de soporte, con la finalidad de evitar perturbaciones mecánicas durante la separación. El soporte idóneo es un gel semisólido o gelatinoso, compuesto por polímeros que forman una especie de malla o microporos tridimensionales a través de los cuales avanzan las moléculas, según el peso molecular, lo que permite la separación por tamaño de los diferentes componentes de la muestra. Los geles pueden ser de agarosa o poliacrilamida. Para la separación de ácidos nucleicos se usan geles de agarosa o acrilamida y para proteínas, sólo de acrilamida.

Geles de agarosa

La agarosa es un polisacárido extraído de algas marinas que tiene la propiedad de mantenerse en estado sólido a temperatura ambiente, que se disuelve fácilmente en temperatura de 50 a 60ºC, se torna líquida y se solidifica cuando se enfría formando un gel altamente poroso. Para elaborar el gel se pesa la cantidad de agarosa requerida, se disuelve en una solución amortiguadora adecuada de la misma composición y concentración que el buffer de corrimiento y se calienta hasta formar una solución. Sin dejar enfriar se vacía inmediatamente sobre un molde de forma rectangular y en uno de los extremos se coloca un aditamento en forma de peine con la finalidad de generar los pocillos u orificios donde se colocarán las muestras (figura 12-3). La agarosa posee ventajas sobre la acrilamida, ya que no es un compuesto tóxico y permite realizar el análisis de ácidos nucleicos con pesos moleculares variados, según la concentración de agarosa que se emplee. Sin embargo, su poder de resolución es menor que el de los geles de poliacrilamida. La concentración de agarosa se escoge según el tamaño del ácido nucleico que se vaya a analizar (cuadro 12-1). El tamaño de los poros de la matriz del gel depende de la concentración de agarosa utilizada y la concentración de agarosa es inversamente proporcional al tamaño del poro obtenido; esto es, a mayor concentración, menor tamaño de los poros, y viceversa, si los poros son pequeños la migración del ácido nucleico es más lenta. La figura 12-4 representa la migración de las moléculas de ADN en un gel de agarosa. Durante la electroforesis, los ácidos nucleicos lineales con un peso molecular alto migran al ánodo más lentamente que los de menor peso molecular. Esto se debe a que los ácidos nucleicos de peso elevado tardan más tiempo en atravesar los poros de agarosa. En el caso de ácidos nucleicos no linearizados, como plásmidos circulares (conformación nativa), ARN con estructuras secundarias o ADN de gran longitud, la migración no sólo depende del peso molecular sino también del grado de empaquetamiento que presenten. En la electroforesis de un plásmido, por ejemplo, se visualizan tres conformaciones distintas de la misma molécula: la forma superenrrollada, la semirrelajada y una relajada. Esto se refleja en tres bandas de “tamaño” diferente, aunque se trate del mismo plásmido (figura 12-5). Por ello, antes de una electroforesis es importante la linearización y la eliminación de estructuras secundarias por desnaturalización de la muestra. La concentración de agarosa más utilizada para electroforesis de ácidos nucleicos es de 0.5 a 2%.

Geles de acrilamida

La acrilamida es un polímero sintético, termoestable, incoloro y químicamente inerte, con el que se pueden generar geles con un amplio intervalo de tamaños de poro. El gel de poliacrilamida es el resultado de la polimerización química de una mezcla de acrilamida y bisacrilamida. El tamaño de poro de un gel de acrilamida está determinado por la concentración total de acrilamida presente (acrilamida + bisacrilamida), que generalmente se maneja en proporción de 19:1. Regulando la concentración de ambas y su proporción se consiguen distintas porosidades, siempre menores que la de los geles de agarosa. Cuando la acrilamida se encuentra en disolución acuosa experimenta autopolimerización de forma espontánea y lenta, con el resultado de que las moléculas de acrilamida se unen cabeza con cola. En presencia de un sistema generador de radicales libres se da una polimerización vinílica en la cual se activan los monómeros de acrilamida, quedan en estado de radical libre y reaccionan rápidamente para formar polímeros de cadena larga. El polímero en disolución no forma un gel, sino que se encuentra en estado viscoso debido a que las cadenas pueden deslizarse unas sobre otras; la formación del gel requiere que varias cadenas queden trabadas (lo que se consigue con la bisacrilamida). La acrilamida es una neurotoxina, por lo que debe manejarse con precaución. También es esencial almacenarla en un lugar refrigerado, seco y oscuro para reducir la autopolimerización y la hidrólisis. La bisacrilamida, o N,N’-metilenbisacrilamida, está compuesta por dos moléculas de poliacrilamida enlazadas por sus grupos amino, no reactivos. Este compuesto polimeriza conjuntamente con la acrilamida y establece puentes entre las cadenas lineales de poliacrilamida, con lo que se evita su deslizamiento y conduce a la formación del gel. El gel de acrilamida es capaz de soportar mayores voltajes que la agarosa y es susceptible de teñirse por varios procedimientos, y también puede desteñirse en caso necesario. Los geles de acrilamida pueden digerirse para extraer fracciones separadas (bandas) o desecados para su exposición radiográfica y registro permanente. La electroforesis con geles de acrilamida siempre se realiza en cámaras verticales. La electroforesis de proteínas emplea geles de acrilamida de dos capas de gel a diferente concentración de acrilamida, un gel superior o concentrador y un gel inferior de separación o de resolución. El gel de concentración tiene un tamaño de poro grande y se prepara con un amortiguador de Tris/HCl con pH de 6.8, dos unidades de pH menor que el buffer de corrimiento hecho de Tris/SDS/glicina. Estas condiciones proporcionan un ambiente para que las proteínas recubiertas con SDS se concentren. El tamaño del gel de apilamiento debe ser del doble de la altura del pozo donde se va aplicar la muestra. Este gel se coloca sobre el gel de resolución, un gel de poliacrilamida de poro pequeño hecho de un amortiguador de Tris/HCl, con un pH de 8.8. En el gel de resolución es donde las proteínas se separan de acuerdo con su tamaño, de manera dependiente del porcentaje de acrilamida utilizado para su preparación, como se describe en el cuadro 12-2. La adición de SDS a los geles de poliacrilamida es opcional; cuando se hace, mantiene a las proteínas en estado extendido, lo que facilita la movilidad electroforética de la proteína mediante el gel y permite que la movilidad dependa exclusivamente de su masa molecular. En la figura 12-6 se representa la electroforesis de proteínas en gel de acrilamida.

Buffer de corrimiento

El buffer de corrimiento es de la misma composición y pH que el buffer con el que se prepara el gel de resolución, ya sea de agarosa o de acrilamida. Éste proporciona el medio para la transmisión de la corriente eléctrica y mantiene el pH sin variaciones mientras se realiza el corrimiento. En el caso de los ácidos nucleicos, pueden emplearse TBE o TAE como buffer de corrimiento. El buffer TBE contiene Tris base, ácido bórico y EDTA, y se maneja a un pH de 7.2. El buffer TAE contiene Tris base, ácido acético y EDTA, ajustado a pH 8.5. El buffer de corrimiento de electroforesis de proteínas lleva Tris, 25 mM, SDS al 1% y glicina, 192 mM, a un pH 8.3.

Marcador de peso molecular

Son moléculas de ADN o de proteínas que permiten determinar por comparación el tamaño de los fragmentos de ácidos nucleicos o proteínas contenidos en las muestras sometidas a electroforesis. Los marcadores de peso molecular están disponibles comercialmente en amplia variedad. En el caso de marcadores de peso molecular de ácidos nucleicos, éstos pueden ser fagos o plásmidos sometidos a corte con enzimas de restricción que generan fragmentos de tamaño; también puede tratarse de moléculas de ADN sintéticas denominadas escaleras, porque contienen fragmentos con incrementos de tamaño gradual. En la figura 12-7 se pueden ver las bandas que se obtienen de los fragmentos con un marcador de uso común, como es el fago Phi X174/Hae III y una escalera denominada 1 Kbase plus ladder. Los marcadores de peso molecular de proteínas suelen ser una serie de proteínas de peso molecular conocido (que van desde 10 hasta 300 kDa), las cuales pueden estar teñidas o coloreadas. En los casos en que la electroforesis sea un paso previo para la técnica de Western blot, también se dispone de marcadores de peso molecular de proteínas recombinantes que contienen un sitio de unión a inmunoglobulina (Ig) G. El sitio de unión a IgG puede ser reconocido por un anticuerpo primario o secundario empleado para la detección de la proteína buscada por Western blot. Este sistema es compatible con quimioluminiscencia, el marcaje cromogénico y la fluorescencia.

Buffer de carga

Este amortiguador tiene como fin brindar peso, densidad y color a la muestra, lo que facilita su depósito en el pocillo y evita su salida del gel; permite, además, monitorear el corrimiento de la muestra en el gel. Se emplea en relación 1:3 para ácidos nucleicos o 1:6 para proteínas, respecto a la cantidad de muestra. El buffer de carga de ácidos nucleicos contiene Tris, azul de bromofenol, azul de xileno y glicerol. Mientras que el buffer de carga para proteínas contiene Tris-HCl, pH 6.8, ditiotritiol (DTT), SDS, glicerol y azul de bromofenol. En el caso de que se deseen condiciones desnaturalizantes y reductoras, deberá añadirse beta-mercaptoetanol a este buffer y habrá que calentar las muestras a 95°C por 5 minutos.

Transiluminador ultravioleta

El transiluminador transmite luz del espectro ultravioleta a través de la muestra, excitando la molécula cromogénica que emite energía fluorescente que permite visualizarla. El transiluminador es el sistema empleado con más frecuencia por ser simple y efectivo. En general emiten energía a una longitud de onda a 302 nm, aunque también existen para 254 y 365 nm; y suelen contar con un botón para baja/alta intensidades por si se requiere una menor exposición de la muestra a la luz ultravioleta. Algunos también permiten la selección de entre dos longitudes de onda, lo que los hace más flexibles. Los epitransiluminadores (365, 480 nm) generan la emisión visible por fluorescencia igual que el transiluminador pero, a diferencia de éste, la fuente de energía se encuentra reflejada y no pasa a través de la muestra. El epi-iluminador es efectivo en geles muy densos.

Una vez que se tienen los materiales necesarios existen dos maneras de realizar la electroforesis: de forma horizontal y vertical.

Se lleva a cabo con gel de agarosa para ácidos nucleicos. Para el corrimiento el buffer debe cubrir el gel, con la finalidad de evitar que se seque por el calentamiento inducido por el paso de la corriente eléctrica. Al momento de cargar las muestras en los pocillos, se puede optar por hacerlo en seco; esto es, llenar parcialmente la cámara con líquido de corrimiento de tal manera que la parte superior del gel no se cubra de buffer para que los pocillos puedan llenarse sin la interferencia del líquido. Una vez cargada la muestra, se corre por unos minutos a bajo voltaje hasta que la muestra entre en el gel y entonces se cubre del todo con el buffer de corrimiento. También existe la técnica denominada electroforesis submarina, en la que la totalidad del gel se cubre con buffer de corrimiento, desde el momento de cargar las muestras en los pocillos como se ejemplifica en la figura 12-8. En esta técnica el buffer siempre debe cubrir el gel, y se llama submarina cuando la muestra se coloca con el gel sumergido en el buffer.

Empleada exclusivamente con gel de poliacrilamida, se utiliza para proteínas o ácidos nucleicos de pequeño tamaño. El gel debe estar contenido entre dos placas rectangulares de vidrio donde la corriente eléctrica se genera gracias al buffer en el que se encuentra embebido el gel y llena las cubetas o compartimientos del ánodo y el cátodo como se aprecia en la figura 12-9.

A continuación, se exponen los pasos de los que consta una electroforesis típica.

1. Preparar un gel de agarosa o acrilamida a la concentración requerida.

2. Mezclar las muestras a analizar con un buffer de carga adecuado.

3. Cargar las muestras en el gel.

4. Realizar la corrida electroforética al voltaje pertinente.

5. Visualizar los ácidos nucleicos

Electroforesis de ácidos nucleicos

El método más común para la electroforesis de ADN es elaborar un gel horizontal de agarosa, con una concentración de 0.5 a 2%. La carga eléctrica de la molécula de ADN la otorgan sus grupos fosfato, de carga negativa, y cuyo número es igual al doble del número de pares de bases. Dado que la forma de la molécula de ADN siempre es la misma, la movilidad de la electroforesis dependerá únicamente de la longitud del ADN (pb) y se representará en bandas (figura 12-10). El corrimiento se realiza a voltajes de entre 25 y 100 V; a mayor voltaje mayor velocidad de corrimiento. El avance electroforético se monitorea a través de la visualización de los colorantes (azul de bromofenol y azul de xileno) contenidos en el buffer de carga con el que se mezcló con la muestra previa a su colocación en el pocillo. Si los fragmentos de ADN son pequeños (menos de 50 pb) o bien se requiere discernir entre fragmentos de ácidos nucleicos con una diferencia de longitud de 1 a 20 pb, se recomienda utilizar un gel de poliacrilamida que permita esta resolución. Las agarosas con un punto de fusión bajo permiten la preparación de geles a elevadas concentraciones y se aconseja para obtener una buena separación de moléculas de ADN con < 1000 pb. Son ideales para preparar geles analíticos de productos procedentes de técnicas de reacción en cadena de la polimerasa (PCR) u otras. Algunas son capaces de separar fragmentos que difieren entre 10 y 20 pb. Para la preparación del gel debe estandarizarse primero qué concentración de agarosa es la más adecuada, según la muestra que se desee separar.

El volumen de agarosa depende del tamaño de la cámara de electroforesis; 20 a 25 ml son suficientes para las dimensiones más comunes del gel: 8 × 6 × 0.5 cm (L × A × A). Inmediatamente después de vaciar la agarosa a la cámara, debe insertarse el o los peines necesarios. La agarosa tarda en solidificar alrededor de 20 minutos, mientras que la poliacrilamida, unos 30 minutos. Una vez solidificado el gel, se añade el buffer de corrimiento (TAE o TBE) a concentración 1×, cubriendo perfectamente el gel (0.5 a 1 cm por encima del gel) y se retiran los peines. Las muestras se mezclan con el buffer de carga y se depositan cuidadosamente en los pocillos, evitando que se salgan y puedan entrar en otros pozos contaminando el pocillo contiguo. Debe considerarse el uso de un marcador de peso molecular en, por lo menos, uno de los carriles, para la determinación del peso molecular de la muestra. Este marcador también debe mezclarse con un buffer de carga, excepto cuando ya viene preparado para su uso de la casa comercial en que se obtuvo.

Una vez depositadas las muestras en los pocillos se procede a la transmisión de la corriente eléctrica. Se conectan los cables de la fuente de energía de cada polo eléctrico a la cámara de electroforesis en el electrodo que le corresponda y se aplica un voltaje de acuerdo con el peso molecular de las moléculas de ADN que se va a separar. Para el caso de productos de PCR (entre 100 pb y 1.5 kb), se recomienda usar voltajes comprendidos entre 75 y 100 V. Para muestras de ADN genómico y plasmídico (> 2 kb) se recomienda aplicar valores de entre 25 y 75 V. En la figura 12-11 se aprecia una fuente de energía, con su pantalla, que indica el amperaje. Es importante que se estandarice el tiempo de electroforesis a fin de conseguir la mejor resolución posible.

Durante el corrimiento se monitorea la migración de la muestra con colores que contiene el buffer de carga, donde se observa el color azul y el verde correspondientes a los colorantes azul de bromofenol y azul de xileno, respectivamente. En geles de agarosa, dentro del rango de 0.5 y 1.5%, el azul de xileno migra de manera similar a un fragmento de ADN de 4 kb, mientras que el azul de bromofenol se comporta como un fragmento de 300 pb. La electroforesis se detiene cuando se considera que la muestra se localiza en la posición deseada, o bien cuando la muestra ha corrido por lo menos tres cuartas partes del gel.

Hay múltiples factores que pueden afectar la migración del ADN, como la concentración del gel utilizado, el tamaño de la molécula de ADN muestra, el empaquetamiento del ADN, el voltaje, la temperatura del buffer de corrimiento (que puede aumentar demasiado si el voltaje es muy alto), la contaminación con agentes intercalantes en la muestra, la composición del buffer de corrimiento, etcétera.

Visualización de las muestras

Para la visualización de los ácidos nucleicos se utiliza un colorante fluorescente, el bromuro de etidio, que tiene la propiedad de intercalarse entre las bases nitrogenadas del ADN y el ARN. Debido a esta propiedad es un agente mutagénico y debe manipularse con cuidado. El bromuro de etidio, por lo general, se incorpora a la agarosa (0.5 mg/ml) antes de permitir la solidificación, o puede incorporarse luego del corrimiento, incubando el gel en una solución que lo contenga a 0.5 mg/ml. El bromuro de etidio fluorece de color naranja cuando se expone a la luz ultravioleta (longitud de absorción de 254 nm, con longitud de emisión de 366 nm). La señal fluorescente es proporcional a la cantidad de producto, como puede observarse en la figura 12-10. Su sensibilidad permite detectar aproximadamente 30 pg de ácido nucleico por banda (según el grosor del gel). El bromuro de etidio es teratogénico, mutagénico y cancerígeno, por lo que para este procedimiento se recomienda el uso de guantes. En la actualidad, el bromuro de etidio se ha sustituido por un compuesto comercial, SYBR^® Safe, que se une de manera no covalente a los ácidos nucleicos. Este colorante tiene una fluorescencia a 280, una excitación máxima a 502 nm y una emisión máxima a 530 nm. Con este colorante, el ADN puede visualizarse con una luz ultravioleta en el rango de 470 a 530 nm. Por otro lado, el SYBR^®-Green es un fluoróforo que se une con gran afinidad al surco menor del ADN bicatenario, y es unas 25 veces más fluorescente que el bromuro de etidio. SYBR^®-Green con epiiluminación de 254 nm puede detectar 60 pg de dsADN/banda; 1–2 ng de oligonucleótidos, y 100 a 300 pg de ARN o ssADN/banda. Para los geles de acrilamida una alternativa al bromuro de etidio es el nitrato de plata; sin embargo, éste utiliza reactivos peligrosos, como el formaldehído. Por otro lado, la tinción con plata es más sensible que el bromuro de etidio, más barata a largo plazo y menos tóxica. En la figura 12-12 se aprecia una muestra visualizada por bromuro de etidio y otra por SYBR^® Safe.

Electroforesis de proteínas

El método más empleado para electroforesis de proteínas se lleva a cabo en un sistema discontinuo; es decir, un gel conformado por dos geles de poliacrilamida (uno de resolución y otro de compactamiento), que difieren en su concentración, composición y pH. Los geles están unidos pero limitados por una fase de separación visible a contra luz; para lograrlo deben prepararse por separado esperando la polimerización total del primero, para continuar con la del segundo; de lo contrario, en estado líquido, se mezclarían.

Cabe recordar que en el caso de los geles de acrilamida para ácidos nucleicos sólo se tiene una fase, conformada por el gel de resolución, donde las moléculas de ADN migrarán, generando un patrón electroforético, según su tamaño.

Para electroforesis de proteínas, la acrilamida se prepara a partir de una solución al 30% de acrilamida-bisacrilamida 19:1. Ésta se mezcla con el buffer correspondiente y una solución de SDS; además, se añade persulfato de amonio (APS) y N,N,N’,N’-tetrametiletilenodiamina (TEMED) como polimerizadores en concentraciones del orden de 1 a 10 mM. El APS genera radicales libres, por lo que es un iniciador de la reacción de polimerización que finalmente forma el gel. El TEMED funciona como otro iniciador de polimerización. Las propiedades del gel resultante dependen de la concentración de APS y TEMED, ya que un aumento en su concentración disminuye la longitud media de la cadena de polímero y, por lo tanto, disminuye su elasticidad y le resta transparencia al gel. Por ello, debe utilizarse la menor concentración posible de catalizadores que permita la polimerización en un tiempo óptimo.

El gel de acrilamida se forma entre dos vidrios, y el sistema completo se sumerge en el buffer de corrimiento dentro de la cámara vertical de electroforesis. En el momento de sumergir los geles en el tanque, se debe de asegurar que los pocillos del gel estén totalmente cubiertos por el buffer. Es común en los geles de acrilamida realizar un precorrimiento de unos 10 a 30 minutos a voltajes bajos, con el cual se asegura que los pocillos se limpien antes de cargar las muestras.

Para la preparación de la muestra de proteína, se realiza una reacción fisicoquímica, en la que se rompen enlaces peptídicos y puentes disulfuro por acción de detergentes iónicos (SDS), reactivos reductores (beta-mercaptoetanol) y temperaturas elevadas (95°C), que al final consigue desnaturalizar la proteína hasta su estructura primaria. La muestra mezclada con el buffer de carga se deposita con cuidado en los pocillos, evitando la contaminación del pocillo contiguo. Hay que considerar el uso de un marcador estándar de proteínas para la medición del peso molecular de la muestra, que debe someterse a los mismos tratamientos que la proteína, excepto cuando se trate de un marcador previamente teñido, en que el que se obviará el uso del buffer de carga.

Una vez colocadas las muestras de proteínas en cada pocillo del gel, se conectan los cables correspondientes de los electrodos a la fuente de energía, con la selección de voltaje o amperaje adecuados. Para el cálculo del voltaje es importante conocer la distancia en centímetros del gel desde la parte superior hasta la parte inferior. La distancia multiplicada por 8-15 V permitirá determinar el voltaje del corrimiento. El voltaje óptimo dependerá de la molécula que se piensa separar; en consecuencia, se recomienda estandarizar este procedimiento. El valor del amperaje o corriente eléctrica (medida en amperios o miliamperios) dependerá de la fuerza iónica del buffer. En el caso de trabajar con buffer Tris-SDS-glicina, el valor recomendado es de 25 a 30 mA. La electroforesis se realiza hasta que el colorante, visualizado como una línea azul, haya llegado a los límites de la parte inferior del gel.

Visualización de las muestras

Si se requiere, el gel se sumerge en un recipiente conteniendo el colorante azul brillante de Coomasie y se incuba por unos minutos, lo que permitirá la visualización de las bandas de proteínas. El proceso de coloración se basa en la atracción electrostática del enlace peptídico de las proteínas sobre grupos de ácido sulfónico, que tiñen la proteína de color azul. Asimismo, las fuerzas de Van der Waals y las interacciones hidrofóbicas participan en este proceso de unión mecánica. La tinción de Coomassie Blue clásica, normalmente puede detectar bandas de proteína de 50 ng, mientras que la tinción con plata incrementa este límite de sensibilidad unas 50 veces. La tinción con plata consiste en desarrollar el color en el gel por incubación en soluciones de metano al l40%: ácido acético al 10%, luego metanolal 40%, seguido de agua y posteriormente tiosulfato de sodio al 0.01%. Después de este proceso se lava y se procede a la incubación en frío (4°C) en cloruro de plata al 0.1%; posteriormente, se lava e incuba con carbonato de sodio al 2% en formalina al 0.04% (llamada también formol al 35%), que actúa como revelador. Por último, se incuba con soluciones de ácido acético antes de fotografiar o escanear.

Muchas variables pueden influir en la intensidad del color y todas las proteínas tienen características distintas de tinción.

Algunas veces, el gel se seca para conservarlo. Para ello, primero se deshidrata en glicerol-metanol y, posteriormente, se coloca en una lámina de celofán hidrofílico y no plastificado que cubra totalmente el gel. Se cubre el gel con un segundo celofán previamente remojado en agua y se sella con calor. Aquí se deja secar en condiciones ambientales por aproximadamente dos días o se acelera el proceso con el uso de desecadores de geles.

Algunas proteínas pueden migrar anómalamente y aparecer con un peso molecular mayor que el esperado; esto puede deberse a que presentan modificaciones postraduccionales en su estructura, como residuos de glicosilación, fosforilación y acetilación, que podrían retardar la migración de las muestras. Asimismo, si existe desnaturalización de las proteínas, se considera que la proteína está degradada y suelen aparecer manchas difusas en todo el carril.

Algunos de los usos de la electroforesis para ácidos nucleicos en geles de agarosa son determinar los tamaños moleculares de los ácidos nucleicos, analizar los fragmentos cortados con enzimas de restricción (mapa de restricción), comparar los tamaños de distintos tipos de ADN, aislar y recuperar fragmentos de ADN purificados para clonaciones moleculares, y analizar productos de PCR, entre otros. Asimismo, la electroforesis puede ser un proceso previo a las técnicas de hibridación, como el Southern blot (ADN) o el Northern blot (ARN), donde la presencia de determinada secuencia del ácido nucleico en una mezcla de moléculas se distingue por su tamaño, la cual se confirma por hibridación con una sonda específica. En el caso de las proteínas, la electroforesis se aplica para la identificación de fracciones proteicas o proteínas particulares por tamaño, como es el caso de la electroforesis de globulinas, o proteínas séricas; pero, sobre todo, para la identificación de moléculas particulares empleando posteriormente una reacción antígeno-anticuerpo específica en la técnica de Western blot. Asimismo, la electroforesis es crucial en técnicas como la secuenciación, donde tras un corrimiento electroforético de las cuatro reacciones de elongación con los dideoxinucleótidos (véase el capítulo 17, Secuenciación), se puede deducir la secuencia del segmento de ácido nucleico. Inclusive, los secuenciadores automáticos modernos emplean una electroforesis capilar para el discernimiento de la secuencia. También, los termocicladores en tiempo real basan la detección de los fragmentos amplificados en una electroforesis capilar, donde es posible la detección inmediata de los segmentos amplificados y su lectura por el láser correspondiente al flurocromo con que el producto está marcado.