Capítulo 28: Animales transgénicos y clonación

El rápido avance de la investigación biotecnológica ha favorecido el desarrollo de metodologías que permiten introducir, eliminar o modificar de forma específica un gen o determinados tipos de genes en el genoma de un organismo, para producir seres con características nuevas y mejores, o bien para que pierdan alguna función específica. Este tipo de métodos pueden incluirse dentro de la llamada ingeniería genética, y a los organismos obtenidos se les denomina organismos modificados genéticamente u organismos transgénicos. Los animales transgénicos se definen como aquellos que han sido manipulados genéticamente, insertando un gen que no forma parte natural de su genoma (transgén), con la finalidad de que se incorpore de manera estable, para que pueda heredarse. Así, los animales transgénicos tienen la capacidad de producir proteínas que no están codificadas de manera natural en su genoma o bien se les inserta un gen con un promotor que permite expresar la proteína cuando no se lleva a cabo de manera natural. Un ejemplo de ello es la generación de un salmón que sobreexpresa la hormona del crecimiento; de manera natural, el salmón deja de expresar la hormona del crecimiento en temperaturas frías y el transgénico nunca deja de hacerlo, de tal manera que en el mismo tiempo de desarrollo el salmón transgénico llega a crecer el doble o más que el silvestre (figura 28-1).

Por otro lado, la estrategia más efectiva para conocer la función de una proteína es eliminar su función biológica del organismo y analizar el efecto generado. Con este fin se crearon los animales transgénicos denominados knockout, en los cuales se altera el gen de una proteína particular con la finalidad de que no se exprese o que, al expresarse, se produzca una molécula no funcional. Uno de los ratones knockout más conocidos presenta una modificación en el gen de la leptina (gen ob). Este ratón, al no expresar la proteína funcional, se convierte en un ratón obeso, ya que la leptina participa en la vía de inhibición del apetito (figura 28-2).

Las proteínas son fundamentales para que un organismo funcione de forma apropiada; es decir, un cambio en la estructura, función o cantidad de alguna de ellas se ve reflejado en el funcionamiento general del organismo. La modificación de una sola proteína puede inducir el mal funcionamiento de un órgano, tejido o célula, y por ende influir en el deterioro o muerte del organismo. La información necesaria para producir y regular la expresión proteica en todos los tejidos está en los genes, y éstos contienen la información específica para generar una proteína, y determinan la estructura y función que debe tener, así como la cantidad y en cuáles células se deben producir. Por ello, la información genética del individuo desempeña un papel importante en el desarrollo de una enfermedad, lo que ha generado en la clínica la necesidad de utilizar de manera constante técnicas de biología molecular para la predicción del desarrollo de una enfermedad, la confirmación de diagnósticos o la elección de un tratamiento.

Así, la utilización de modelos experimentales de enfermedades ha sido una de las herramientas que más información ha proporcionado a la medicina. En la actualidad, el desarrollo de animales transgénicos y knockout en investigación biomédica ha aportado grandes conocimientos para entender la interacción de genes y moléculas del medio ambiente que promueven la aparición de enfermedades.

El ADN de un organismo contiene toda la información genética; es decir, es donde se encuentra la información para que se produzcan todos los ARN y las proteínas del organismo. Esta información está codificada en secuencias de nucleótidos llamadas genes, que están formados por dos regiones: región promotor y región codificante. La estructura del ADN es en esencia la misma en todos los organismos; pese a ello, puede haber grandes diferencias en el control de la expresión de los genes (p. ej., cuando se introduce un gen que proviene de una bacteria en una célula animal, sin que se le realice ninguna modificación, pocas veces funcionará de forma correcta). Por tanto, el término transgén se refiere a un gen que es insertado en un genoma o vector genético; generalmente, son genes manipulados por ingeniería genética, diseñados con las regiones promotoras y codificantes que son funcionales en la célula u organismo en donde va a introducirse. Estos diseños pueden incluir combinaciones de ADN de diferentes especies, como por ejemplo un promotor viral y una región codificante proveniente de un humano; este transgén puede funcionar perfectamente en cualquier célula eucariota. Sin embargo, si se quiere producir una proteína eucariota en una célula procariota, debe diseñarse un transgén que contenga un promotor procariote y, además, debe modificarse la región codificante del gen eucariote para que el ARNm eucariote pueda traducirse en la célula procariota, ya que la secuencia de reconocimiento del codón de inicio es diferente en eucariotas (Kozak) que en procariotas (Shine-Dalgarno). A los transgenes también se les ha llamado genes exógenos o foráneos.

En este sentido, para crear un transgén, en primer lugar debe tomarse en cuenta en qué organismo se insertará; es decir, hay que conocer con precisión qué secuencia promotora controlará su expresión, cuál es la secuencia específica que codificará para la proteína deseada y qué secuencia de poliadenilación contendrá, para que los procesos de la transcripción y traducción se lleven a cabo de forma correcta.

Muchos genes tienen su expresión únicamente en tejidos particulares y son controlados por una secuencia promotora tejido-específica, la cual no funciona en otro tejido. En el proceso de generación del transgén, generalmente la secuencia promotora del donante se sustituye por otra especialmente diseñada para asegurar que el gen funcionará en los tejidos adecuados del organismo receptor. Este procedimiento es crucial cuando, por ejemplo, el gen tiene que expresarse en glándulas mamarias para secretar la proteína en la leche de un mamífero o solamente en un órgano en particular. Además de la secuencia promotora, el transgén debe contar con una secuencia de poliadenilación, la cual le confiere el tiempo de vida media al ARNm transcrito, es decir, entre mayor es la cola de poli-A, mayor es el tiempo de vida media del ARNm (figura 28-3).

El ratón es el animal más utilizado en modelos experimentales de enfermedades, debido a su tamaño, fácil manejo, ciclo reproductivo corto y gran tamaño de camada. Después del hombre, el ratón es el mamífero más estudiado a nivel genético, por lo que se conocen miles de mutaciones y se cuenta con una gran cantidad de genotecas, sondas y anticuerpos. A la par de la secuenciación del genoma humano, se ha secuenciado el genoma del ratón, y muchos de los genes del ratón tienen su contraparte en los humanos; sin embargo, existen diferencias importantes en la estructura de los genes y la actividad de las proteínas que codifican. Si estas variaciones se ponen en el contexto de las enfermedades hereditarias o adquiridas, donde el cambio de un solo nucleótido en un gen o la asociación de varios cambios en diferentes genes pueden causar enfermedades, generar un ratón transgénico o knockout es una herramienta importante para obtener fenotipos similares a los de las enfermedades humanas. Como ejemplo cabe citar la obesidad, en cuyo caso se identificó el gen de la leptina, gen ob (obese), así como el del receptor de leptina, gen db; al eliminar estos genes en el ratón se produce el fenotipo de obesidad. Por tanto, parte de las investigaciones biomédicas está dirigida a aumentar la disponibilidad de modelos animales de fácil manejo en el laboratorio, como es el caso del ratón, mediante la generación de animales knockout o transgénicos que sobreexpresan alguna proteína. Por ello, se han conformado iniciativas similares a las que secuenciaron el genoma humano, con la finalidad de establecer grandes bibliotecas de células embrionarias de ratón, que contienen mutaciones nulas para cada gen predicho en su genoma. Estas iniciativas son el International Knockout Mouse Consortium (IKMC) y el Knockout Mouse Project (KOMP), de los National Institutes of Health. La denominada era posgenómica está avanzando rápidamente y es esencial el estudio funcional de las secuencias obtenidas de los proyectos de secuenciación del genoma humano y murino (cuadro 28-1).

El primer paso para conocer al ser humano a escala molecular fue el Proyecto del Genoma Humano. Aunque el proyecto está culminado y se conocen alrededor de 21000 genes secuenciados que codifican para proteínas, la siguiente tarea de los investigadores es el conocimiento de sus funciones. Por ello, la generación de los ratones transgénicos en el estudio de enfermedades humanas es de suma importancia para reconocer los genes implicados en ellas.

Generación de ratones transgénicos

La metodología más utilizada para generar un ratón transgénico se denomina microinyección pronuclear de transgenes en pronúcleos de óvulos fertilizados (cigotos). Para realizar esta técnica, se induce una superovulación en una hembra. Posteriormente, se aparea con el macho, y 24 horas después de la fecundación se obtienen los ovocitos. De manera individual, en cada pronúcleo se inyecta, por medio de una microaguja, entre 20 y 200 copias del vector que contiene la secuencia del transgén, directamente en el pronúcleo, que generalmente es el masculino, por ser el de mayor tamaño. Este procedimiento debe realizarse antes de la fusión de los pronúcleos masculino y femenino que generarán el blastocisto (figura 28-4).

El vector administrado contiene la secuencia completa del gen, incluidas las regiones reguladoras, además de secuencias de recombinación homóloga inespecífica que se integran en regiones no codificantes del genoma. Se implantan alrededor de 10 a 20 ovocitos microinyectados dentro del oviducto de una madre seudopreñada (hembra apareada con un macho estéril). Las crías nacen después de 19 a 21 días, completando el ciclo normal de gestación del ratón. Entre 10 y 40% de las crías tendrán el transgén integrado en su genoma (figura 28-5). Para saber si se integró el transgén, se realiza un análisis del ADN de las crías y éste se obtiene mediante una biopsia de la cola del animal. Cada una de las crías se genera de un ovocito microinyectado en un pronúcleo. Por consiguiente, a estas crías se les denomina fundadores, ya que son heterocigotos, puesto que sólo se les modificó un pronúcleo y únicamente presentan la modificación en un alelo. Es importante señalar que la integración del transgén es aleatoria, por lo que el lugar y el número de copias de integración no se pueden controlar. Ambos parámetros influyen en el grado de expresión de la proteína y sus efectos en el ratón, y cada cría es diferente de la otra. En estos ratones la inserción del transgén no debe alterar la expresión de los genes endógenos del ratón. Para generar ratones homocigotos es necesario aparear a dos ratones fundadores y que, siguiendo las leyes mendelianas, se les transmita a alguna de las crías el alelo que contiene el transgén por parte de los padres.

Generación de ratones knockout

El proceso de manipulación genética para generar este tipo de ratones consiste en dos pasos:

1. En primer lugar, debe construirse el vector que contiene el gen alterado o no funcional de interés, compuesto por una región que contiene el gen de interés modificado y dos regiones de homología en cada extremo del gen, indispensables para la recombinación homóloga (las mismas que se encuentran en el genoma que se va a modificar).

2. Una vez hecho esto, el vector se introduce en células madre embrionarias, punto clave para el desarrollo de esta metodología. Posteriormente, estas células son inyectadas en los embriones de ratón que son implantados en hembras seudopreñadas. Un promedio de 20% de los ratones que nacen llevarán el gen modificado integrado en su genoma (figura 28-6). Es importante mencionar que mediante esta técnica, utilizando células madre embrionarias, pueden obtenerse directamente ratones knockout homocigotos.

Las regiones de homología que se encuentran en cada extremo del vector deben ser idénticas a las secuencias blanco en el genoma que rodea el gen de interés. En estos dos puntos de homología el vector se recombina en el genoma mediante recombinación homóloga, para cambiar el gen que se encuentra en el genoma por el gen alterado contenido en el vector (figura 28-7); sin embargo, es posible que el vector se inserte en el genoma en el lugar equivocado. Para asegurarse de que esto no suceda, el gen de la timidina cinasa (TK) se agrega al vector fuera de la región de homología, y la proteína producida por este gen metaboliza al fármaco ganciclovir y genera un compuesto citotóxico. Si la recombinación homóloga se ha llevado de forma correcta, el gen TK no estará en el genoma de las células y éstas serán insensibles al ganciclovir. Sin embargo, si el vector se ha insertado completo en el genoma, la célula contendrá en su genoma el gen TK y la célula morirá cuando se cultive en ganciclovir. La inserción completa del vector puede deberse al tamaño de las regiones homólogas a recombinarse o a la similitud de las secuencias homólogas del vector y de las secuencias diana. La forma de verificar si el vector se insertó en el sitio correcto es realizando un análisis de la expresión del gen y de la funcionalidad de la proteína que se modificó una vez que el animal nació.

En el proceso de generar un animal transgénico es de suma importancia saber que el gen de interés se ha incorporado al material genético del animal. Los avances tecnológico-científicos han permitido desarrollar un gran número de métodos para el análisis de la incorporación de secuencias de ADN en un genoma que no las contenía, así como tecnologías que permiten analizar el nivel de la expresión del transgén en el ARNm o de la proteína. Para este fin, en el cuadro 28-2 se describen los métodos de acuerdo con el tipo de análisis que se requiere:

1. Técnicas que analizan el ADN: reacción en cadena de la polimerasa (PCR) y Southern blot.

2. Técnicas que analizan ARN: RT-PCR y Northern blot.

3. Técnicas que se encargan del análisis de la proteína: Western blot y ensayo inmunoabsorbente directo ligado a enzimas (enzyme-linked immunoabsorbent assay, ELISA).

Reacción en cadena de la polimerasa

Este método sirve para la identificación del ADN del transgén mediante la amplificación de un fragmento de éste. Su utilidad reside en que es una técnica rápida, sencilla y relativamente barata. El resultado exitoso de la técnica tiene que ver con el diseño minucioso de los iniciadores, o primers, que flanquean el fragmento que se va a amplificar, los cuales deben ser específicos para el transgén que se está analizando. Cabe señalar que los fragmentos amplificados deben visualizarse mediante la técnica de electroforesis en agarosa después de teñirse. Para este análisis generalmente se toma una muestra de tejido de la cola del ratón o una biopsia lo menos invasiva para el animal.

Southern blot

Esta técnica permite la identificación de secuencias específicas de ADN, separándolas por tamaño mediante electroforesis en gel y localizándolas por hibridación de sondas específicas marcadas que son complementarias con elADN que se desea encontrar. El ADN genómico que se va a analizar se corta con enzimas de restricción para producir fragmentos de diferente tamaño. Los fragmentos se separan por su tamaño molecular mediante electroforesis en gel de agarosa. Una vez terminada la electroforesis, los fragmentos de ADN se transfieren a una membrana de nitrocelulosa o nailon, que actúa como un soporte sólido. Para que la sonda hibride, el ADN de doble cadena debe desnaturalizarse en hebras sencillas y fijarse a la membrana por acción de luz ultravioleta (UV). La sonda con secuencia complementaria a la del fragmento del gen que se quiere localizar en el genoma se marca radiactivamente o con fluorocromos y se pone a hibridar con los fragmentos de ADN fijados en la membrana. Después de la hibridación y lavados, los fragmentos se detectan por autorradiografía o mediante fluorescencia (en caso de marcaje no-radiactivo). Si el gen se ha integrado al genoma del transgénico que se está creando, el análisis de la marca será positivo.

Northern blot

Es una técnica que permite la identificación de secuencias específicas de ARN, en general ARNm. Después de la extracción del ARN del tejido donde quiere detectarse el ARNm del transgén, el ARN se somete a electroforesis en gel de agarosa para su separación por tamaño. Una vez terminada la electroforesis, y sin teñir el gel, los fragmentos se transfieren a una membrana de nitrocelulosa o de nailon. El ARN se fija en la membrana con luz UV y la membrana se incuba con la sonda marcada específica para la secuencia que se desea identificar. Después de la hibridación, y lavados los fragmentos complementarios a la sonda, se detectan por autorradiografía o mediante fluorescencia (en caso de marcaje no-radiactivo). Si se expresa el transgén que se incorpora al animal se detectará su ARNm.

RT-PCR

Esta técnica es útil para el análisis de la expresión del transgén en el ARNm. Es una modificación de la PCR que incluye una extracción de ARN, una retrotranscripción mediante transcriptasa inversa, la formación de un ADN de doble cadena y, posteriormente, la PCR con primers específicos para el transgén. Por último, se realiza el análisis del fragmento amplificado mediante electroforesis en gel de agarosa.

Western blot

Este método permite analizar la expresión del transgén en la proteína. La proteína transgénica se separa de la mezcla proteica celular mediante la técnica de electroforesis en gel de poliacrilamida. Las proteínas separadas por peso molecular se transfieren del gel a una membrana de nitrocelulosa. Posteriormente, se añade un anticuerpo marcado específico contra la proteína transgénica a la membrana. La proteína de interés se detecta por autorradiografía o fluorescencia (en caso de marcaje no-radiactivo).

ELISA

Este método permite analizar la expresión del transgén en la proteína y se fundamenta en una reacción antígeno-anticuerpo, entre un anticuerpo específico contra la proteína que genera el transgén, unido a un soporte sólido, generalmente un pozo de una placa de 96 pozos. Al añadir la mezcla proteica, el anticuerpo reconoce la proteína de interés y, mediante una serie de reacciones químicas, se forma un metabolito detectable que genera un cambio de color. Este producto indica de manera indirecta la presencia de la proteína, lo que permite su cuantificación (ver el cuadro 28-2).

1. Modelos de enfermedad. Es posible introducir alteraciones en los genes de animales con la finalidad de provocar una enfermedad similar a la que se presenta en el ser humano. Estos modelos animales generados transgénicamente aportan grandes ventajas comparadas con los ensayos clínicos, ya que en los estudios con humanos resulta muy difícil el apego a tratamientos y a indicaciones médicas; sin embargo, en los modelos animales estas variables son controladas. Además, estos modelos permiten tener periodos de observación más prolongados para estudiar el desarrollo de las enfermedades y análisis de tratamientos, ya que cuando se trata con pacientes el seguimiento es difícil, sobre todo cuando éstos son ambulatorios. Con esta premisa, se han generado cerdos transgénicos como modelo de retinitis pigmentosa y de enfermedad de Alzheimer, así como ovejas transgénicas como modelo de fibrosis quística. Los animales transgénicos no sólo permiten estudiar la progresión natural de varias enfermedades sino también evaluar nuevas estrategias terapéuticas de una forma imposible de realizar en seres humanos. La generación de animales transgénicos es imprescindible para el estudio in vivo de la función y la regulación de la expresión de genes para el estudio del estado de salud y el desarrollo de la enfermedad.

2. Mejora del ganado. La biotecnología ha alcanzado a los productores de alimento, los cuales, mediante técnicas de ingeniería genética, han modificado a los animales de cría de forma que tengan un crecimiento más rápido, desarrollen menos grasa, metabolicen los alimentos de forma más eficaz y resistan las enfermedades.

3. Producción de proteínas recombinantes. Los sistemas de producción de proteínas recombinantes deben tener la capacidad de producir grandes cantidades, biológicamente activas e idénticas a las endógenas. A pesar del bajo costo de producir proteínas recombinantes en bacterias y levaduras, estos microorganismos no realizan varias de las modificaciones postraduccionales requeridas para la correcta función in vivo de las proteínas de interés. Las proteínas recombinantes de interés biomédico pueden sintetizarse en fluidos biológicos, como sangre, orina, líquido seminal, saliva y leche, en función del promotor que se coloque en la construcción del transgén. No obstante, el vehículo de elección para la expresión de proteínas de valor biomédico en animales transgénicos es la leche, debido a la gran cantidad que se puede obtener y a la facilidad de la recolección (la glándula mamaria puede expresar más de 2 g de proteína recombinante por litro de leche). Como existen proteínas que sólo se expresan en la leche (como la caseína, la lactoglobulina y la proteína acídica del suero), si el gen de una proteína humana de interés se introduce por recombinación homóloga bajo el promotor de una de estas proteínas, se obtendrá la expresión de la proteína recombinante deseada en la leche del animal transgénico.

En la actualidad, muchas proteínas activas se han producido con animales de granja transgénicos funcionando como biorreactores. Entre las más destacadas cabe mencionar al activador tisular del plasminógeno (tPA), utilizado en pacientes con trombosis y producido en la leche de cabras transgénicas. En la leche de ovejas transgénicas se obtuvo la expresión de alfa-antitripsina para el tratamiento del enfisema pulmonar y de la fibrosis quística, así como la de los factores de coagulación VIII y IX para tratar la hemofilia A y B, respectivamente. La leche de conejos transgénicos se está utilizando para la producción de calcitonina para el tratamiento de la osteoporosis y la hipercalcemia. En la leche de vacas transgénicas se están sintetizando anticuerpos policlonales humanos y lactoferrina humana, entre otras proteínas de alto valor biomédico.

Para entender el concepto de clonación en un laboratorio, pueden observarse dos ejemplos claros de clonación en la naturaleza: a) clonación unicelular, y b) clonación de organismos multicelulares. En el hígado de un adulto ocurre un fenómeno importante de regeneración después de recibir un daño agudo. Los hepatocitos son células totalmente diferenciadas (se encuentran en etapa G0 del ciclo celular), las cuales al recibir el estímulo para dividirse entran en la etapa G1 del ciclo celular y generan dos células hijas por cada hepatocito en división. Las células obtenidas se encuentran diferenciadas a hepatocitos; es decir, es un proceso natural para obtener dos clonas idénticas del hepatocito original para no perder la funcionalidad del hígado.

Por otro lado, existe un fenómeno poco explicado que ocurre inmediatamente después de la fecundación del óvulo por un espermatozoide en ciertas condiciones. En lugar de que esta célula se divida para obtener un organismo multicelular, ocurre una división celular que origina dos células que darán como resultado dos organismos multicelulares, o clones; a estos organismos clonados se les denomina gemelos idénticos o mellizos; es decir, genotípicamente idénticos. Este fenómeno es poco común y se da en diferentes especies.

Para clonar a un organismo multicelular es necesaria una célula que contenga todo su genoma, por lo que la clonación de laboratorio puede definirse como el proceso por el que se consiguen de modo asexual (sin la aportación de los dos gametos) individuos idénticos a un organismo adulto. El individuo que se obtiene posee la misma identidad genómica que el donante del núcleo.

Clonación humana

El desarrollo de tecnologías de clonación de organismos multicelulares ha llevado al hombre a imaginar hipótesis inspiradas en el deseo de mejorar la especie humana, como son: multiplicar individuos dotados de un gran ingenio, bellezas excepcionales, selección de individuos sanos e inmunes a enfermedades genéticas, posibilidad de selección del sexo, obtención de órganos para trasplantes y reproducción de familiares difuntos.

Aunque por medio de la clonación se obtendrían individuos genéticamente idénticos, el desarrollo psicológico, la cultura y el ambiente conducen siempre a personalidades diversas, por lo que clonación no significa identidad del individuo. Este hecho fue plasmado en el cine en 1978, en la película Los niños del Brasil, del director Franklin J. Schaffner, basada en una novela del escritor Ira Levin. En dicha historia se generaron más de 90 clones de un individuo; lo interesante de esto es que el experimento no culmina con la clonación sino que comienza un proceso de adaptación al colocar a estos clones en el seno de familias muy parecidas a las del individuo clonado. Esto tiene el objeto de inducir vivencias similares para generar no solamente la igualdad genómica sino también establecer la misma identidad del individuo, lo cual es imposible de lograr en la realidad. Los aspectos éticos con respecto a las demás premisas para clonar a un individuo deben tomarse con mucha responsabilidad.

Clonación animal

Como es conocido por todo el mundo, el objetivo principal de la clonación animal es económico: mejora de la productividad y calidad de la ganadería y la agricultura, así como producción de proteínas de interés médico mediante la multiplicación de animales transgénicos. Por mencionar algunos ejemplos, al encontrarse con un espécimen de alta calidad en un rebaño, lo lógico es que se quisiera tener el mismo ejemplar en grandes cantidades, pero por desgracia junto con las cualidades también se acarrean ciertas deficiencias. Cuando se tiene variedad genética en un rebaño y éste se ve afectado por una infección, pueden resultar afectados un gran número de individuos; sin embargo, si todos son clones, lo más probable es que se vea afectado todo el rebaño. En el caso de la creación de animales transgénicos, como ya se analizó, el transgén que se introduce puede intercalarse en el genoma de manera azarosa en número y en sitios, por lo que todos los animales transgénicos de expresión son diferentes entre sí, aun cuando expresan la proteína del transgén, por lo que tener la posibilidad de clonar a un espécimen de buena calidad resultaría en un gran beneficio económico.

Clonación de la oveja Dolly

Para lograr clonar a la oveja Dolly se llevaron a cabo los siguientes pasos: se obtuvieron y cultivaron in vitro células de la glándula mamaria (la ubre) de una oveja adulta de raza Finn Dorset (oveja con cara blanca); estas células somáticas diferenciadas y en fase G0 de ciclo celular se fusionaron con óvulos a los que previamente se les había extraído el núcleo (óvulos anucleados), provenientes de una oveja de raza Scottish Blackface (con cara negra). A estos óvulos, a los cuales se les introdujo el material genético proveniente del núcleo de células mamarias, se les activó utilizando una leve descarga eléctrica, induciéndolas a dividirse. Cuando los embriones llegaron a poseer entre ocho y 16 células (estadio de mórula), se implantaron en el útero de otras ovejas Scottish Blackface. Transcurridos 148 días nació un cordero de 0.6 kg de peso, totalmente blanco, al cual posteriormente se le llamó Dolly (figura 28-8), el primer mamífero obtenido a partir de una célula tomada de un individuo adulto. La oveja Dolly nació el 5 de julio de 1996; su nacimiento fue anunciado siete meses después, el 23 de febrero de 1997, y murió el 14 de febrero de 2003. Sus creadores fueron los científicos del Instituto Roslin de Edimburgo (Escocia), Ian Wilmut y Keith Campbell. Para llegar hasta Dolly se usaron 277 embriones, lo que significa 277 experimentos diferentes. Estudios moleculares demostraron que la dotación genética del cordero clonado era idéntica a la de la oveja de la cual se extrajeron las células de la glándula mamaria, y diferente de la de la oveja utilizada como nodriza.