Capítulo 245e: Diagnóstico de laboratorio de infecciones parasitarias

El elemento clave para diagnosticar las parasitosis es la anamnesis detallada de la enfermedad. Los aspectos epidemiológicos de estas afecciones son en particular importantes puesto que el riesgo de adquirir numerosos parásitos depende en buena medida de la ocupación, la recreación o los viajes realizados a las regiones altamente endémicas. Si no se conocen la epidemiología y los ciclos vitales de los parásitos principales, es difícil establecer el diagnóstico de una parasitosis en forma sistemática. Por tanto, la clasificación médica de los principales parásitos para el ser humano en este capítulo destaca su distribución geográfica, transmisión, ubicación anatómica y etapas de su ciclo vital en el ser humano. La finalidad del texto y los cuadros es servir como guía para los procedimientos diagnósticos correctos de la mayor parte de las parasitosis; de modo adicional, se remite al lector a otros capítulos que contienen información más detallada acerca de cada infección (caps. 247-260). En los cuadros 245e-1, 245e-2 y 245e-3 se resumen la distribución geográfica, la ubicación anatómica y los métodos utilizados para determinar el diagnóstico de los platelmintos, nematelmintos e infecciones por protozoarios, respectivamente.

Además de seleccionar la técnica diagnóstica correcta, el médico debe asesorar a sus pacientes para asegurar que obtengan las muestras en forma adecuada y acudan al laboratorio de inmediato. Por ejemplo, para diagnosticar la filariosis de Bancroft es necesario extraer sangre cerca de la medianoche, cuando las microfilarias nocturnas se encuentran activas. También es importante avisar al personal de laboratorio y al patólogo quirúrgico cuando se sospecha la posibilidad de una parasitosis. Si se mantiene la comunicación del personal de laboratorio y los patólogos quirúrgicos es más probable que los parásitos presentes en líquidos corporales y muestras de biopsia sean examinados por los individuos más experimentados.

Casi todos los helmintos y protozoos son expulsados del cuerpo por las heces. En la actualidad, muchos de los laboratorios utilizan un equipo de recolección de heces con instrucciones para que los pacientes transfieran partes de la muestra directamente en el medio portador para bacterias que contiene fijador, lo cual mejora el rendimiento de la muestra. Si no se cuenta con dicho equipo, habrá que orientar al paciente para que reúna sus heces en un recipiente de cartón o encerado limpio y registre el momento en que reunió la muestra en él. La refrigeración conservará los trofozoítos sólo unas cuantas horas y los quistes de protozoos y huevos de helmintos, varios días. Es importante no contaminar la muestra con agua (que contiene en ocasiones protozoarios de vida libre) u orina (que daña a los trofozoítos). Las muestras fecales se obtienen antes de ingerir bario o cualquier otro medio de contraste radiográfico y antes del tratamiento con antidiarreicos y antiácidos puesto que estas sustancias cambian la consistencia de las evacuaciones e interfieren con la detección microscópica de los parásitos. La mayor parte de los parásitos se elimina en forma cíclica en las heces fecales, por lo que es necesario un mínimo de tres muestras obtenidas en días alternados. El examen de una muestra única puede resultar hasta 50% menos sensible.

El análisis de las muestras fecales se lleva a cabo por medio de exámenes macroscópicos y microscópicos. Las evacuaciones líquidas o semilíquidas contienen con mayor probabilidad trofozoítos protozoarios, pero los quistes de protozoarios y los helmintos (en todas sus etapas) se encuentran en las heces fecales formadas. Cuando se observan gusanos adultos o segmentos de tenia, se deben transportar de inmediato al laboratorio o bien lavarse y conservarse en fijador para examinarlos más tarde. La única tenia con segmentos móviles es Taenia saginata, la tenia de la res, que algunas veces el paciente lleva al médico. Los huevecillos de T. saginata son idénticos desde el punto de vista morfológico a los de Taenia solium (causa de la cisticercosis), por lo que la motilidad constituye una propiedad importante para distinguirlas.

El examen microscópico de las heces fecales no concluye hasta que se observan directamente las preparaciones en fresco y se aplican técnicas de concentración y tinciones permanentes. Antes de aceptar un resultado negativo para huevecillos y parásitos, el médico debe insistir en la realización en el laboratorio de estos procedimientos. Ciertos parásitos intestinales se identifican con mayor facilidad en otros materiales. Por ejemplo, algunas veces es necesario examinar el contenido duodenal en busca de Giardia lamblia, Cryptosporidium y larvas de Strongyloides. La técnica de la “cinta de celofán” para detectar huevecillos de oxiuros en la piel perianal revela también en ocasiones huevecillos de T. saginata depositados alrededor del ano donde se desintegran los segmentos móviles (cuadro 245e-4).

Se utilizan dos soluciones para elaborar las preparaciones en fresco con el propósito de identificar las diversas etapas de los helmintos y protozoarios: fisiológica para trofozoítos, quistes, huevecillos y larvas y solución de yodo diluido para quistes de protozoarios y huevecillos. La solución de yodo no se emplea para examinar muestras en busca de trofozoítos puesto que destruye a los parásitos y por tanto elimina su motilidad característica.

Las técnicas de concentración usadas con más frecuencia para detectar pequeños números de quistes y huevecillos son la prueba de sedimentación con formalina-éter y la técnica de flotación con sulfato de cinc. Es preferible la primera técnica puesto que todos los parásitos se sedimentan, pero no todos flotan. Antes de la concentración se preparan las laminillas teñidas para trofozoítos. Con el concentrado se preparan otras laminillas teñidas para identificar quistes y huevecillos.

En muchos casos, en especial para diferenciar a Entamoeba histolytica de otras amibas, la identificación de los parásitos en preparaciones en fresco o concentrados se considera provisional. Los frotis con tinción permanente permiten estudiar el detalle celular necesario para establecer una identificación definitiva. La tinción con hierro-hematoxilina es excelente para una investigación crítica, pero la tinción tricrómica, que puede completarse en una hora, es una opción satisfactoria que también revela parásitos en muestras conservadas en alcohol polivinílico.

Complementos útiles para la detección e identificación de algunos protozoos intestinales, que incluyen Cryptosporidium y Cyclospora, es la tinción modificada para acidorresistentes y la microscopia con auramina fluorescente, en tanto que el método con anticuerpos fluorescentes se utiliza frecuentemente en el caso de Cryptosporidium y Giardia. Los microsporidios provocan diarrea crónica en los pacientes con sida y a menudo se pasan por alto, a menos que se solicite una tinción tricrómica especial modificada (cuadro 245e-3).

Cuando los protozoarios y helmintos invaden los tejidos es más difícil elegir las técnicas diagnósticas. Por ejemplo, el médico debe saber que la aspiración de un absceso hepático amebiano rara vez revela E. histolytica, puesto que los trofozoítos se encuentran sobre todo en la pared del absceso. Es importante recordar que el sedimento urinario ofrece la mejor oportunidad para detectar Schistosoma haematobium en los inmigrantes etíopes jóvenes o en los turistas estadounidenses que regresan de África con hematuria. Los cuadros 245e-1, 245e-2 y 245e-3 proporcionan una guía rápida de la distribución geográfica y ubicaciones anatómicas de los principales parásitos hísticos y ayudan al médico a seleccionar el líquido corporal o biopsia adecuados para el examen microscópico. Los cuadros 245e-5 y 245e-6 suministran información adicional sobre la identificación de los parásitos en muestras de localizaciones anatómicas específicas. Las técnicas de laboratorio para detectar parásitos en otros líquidos corporales son similares a las que se utilizan en el examen de las heces fecales. El médico debe insistir en las preparaciones en fresco, técnicas de concentración y tinciones permanentes de todos los líquidos corporales. La tinción tricrómica o con hierro-hematoxilina es satisfactoria para los helmintos hísticos en los líquidos corporales distintos de la sangre, pero las microfilarias y protozoarios hematológicos se observan mejor con tinción de Giemsa o Wright.

Los parásitos más frecuentes identificados en los frotis de sangre teñidos con Giemsa son los plasmodios, microfilarias y tripanosomas africanos (cuadro 245e-5). La mayoría de los pacientes con enfermedad de Chagas acude en fase crónica, cuando Trypanosoma cruzi ya no puede detectarse bajo el microscopio en los frotis sanguíneos. Las preparaciones en fresco son en ocasiones más sensibles que los frotis teñidos para detectar microfilarias y tripanosomas africanos, puesto que estos parásitos activos provocan movimientos perceptibles de los eritrocitos en el campo microscópicos. La filtración de la sangre a través de un filtro de policarbonato (tamaño del poro, 3 a 5 µm) facilita la detección de microfilarias. Los amastigotes intracelulares de Leishmania spp. y T. cruzi se observan algunas veces en frotis teñidos de sangre periférica, pero las mejores fuentes para la detección microscópica y cultivo de Leishmania en el kala-azar y de T. cruzi en la enfermedad crónica de Chagas son las muestras aspiradas de médula ósea, hígado y bazo. El diagnóstico de paludismo y la distinción crítica entre las diversas especies de Plasmodium se realizan por medio del examen microscópico de películas teñidas gruesas y delgadas de sangre (cap. 248).

Es posible que en muchas áreas rurales no se cuente con la infraestructura de laboratorio ni con la experiencia técnica, y en ellas priven graves niveles de paludismo; por esa razón, para cubrir esa deficiencia se utilizan cada vez más los métodos de detección rápida (RDT, rapid detection tests). Son técnicas de captura inmunocromatográfica con anticuerpos monoclonales (o dirigidos hacia) antígenos con especificidad de especie (proteína 2 con abundante histidina 2 [PfHRP2] o aldolasa de Plasmodium falciparum) o antígenos de Plasmodium conservados (lactato deshidrogenasa). La Organización Mundial de la Salud auspició un gran programa de estudios que valoraban los RDT diferentes. Se han señalado índices de eficacia diagnóstica menores en diversos puntos de campo, especialmente en áreas en que se han detectado deleciones del gen PfHRP2. La infección subpatente y la identificación de especies de Plasmodium también se confirman por la reacción en cadena de polimerasa (PCR, polymerase chain reaction), pero para este fin, la PCR es básicamente un instrumento de investigación. Se ha identificado a P. knowlesi, un parásito de simios, como la causa de un número cada vez mayor de infecciones en Borneo, Malasia y otras zonas del sudeste asiático; se necesita PCR u otro método molecular para diferenciar entre P. knowlesi y P. malariae.

Muchos parásitos de los tejidos captan la hematoxicilina y la eosina tradicionales pero para las muestras de biopsia quirúrgicas también se aplican colorantes especiales apropiados. Algunas veces es necesario sugerir a los patólogos quirúrgicos, habituados a aplicar tinciones a base de plata en busca de Pneumocystis en esputo y realizar biopsias transbronquiales, que examinen una preparación en fresco teñida con hematoxilina y eosina de las muestras pulmonares en busca de huevecillos de helmintos y E. histolytica. Asimismo, el médico debe conocer las mejores técnicas para identificar los parásitos en las muestras obtenidas de ciertas operaciones menores especializadas y recomendarlas al cirujano y patólogo (cuadro 245e-6). Por ejemplo, la escisión de cortes de piel para el diagnóstico de oncocercosis, la obtención de cortes rectales para el diagnóstico de esquistosomosis y la biopsia en sacabocados de las lesiones cutáneas para identificar y cultivar especies cutáneas y mucocutáneas de Leishmania son técnicas simples, pero el diagnóstico puede ser erróneo si las muestras se obtienen o procesan en forma inapropiada.

La mayor parte de los helmintos hísticos causa eosinofilia (>500/μL); el número absoluto de eosinófilos se eleva en caso de triquinelosis y durante la fase migratoria de la filariosis (cuadro 245e-7). Los helmintos intestinales causan eosinofilia únicamente durante la migración pulmonar de las larvas. La eosinofilia no es una manifestación de las infecciones por protozoarios. Las causas parasitarias de eosinofilia en el líquido cefalorraquídeo son nematodos (p. ej., Angiostrongylus, Gnathostoma, Toxocara y especies de Baylisascaris), así como platelmintos (p. ej., Taenia solium y especies de Schistosoma).

Al igual que la anemia microcítica hipocrómica de la infección con abundantes uncinarias, otras anomalías inespecíficas del laboratorio sugieren parasitosis en los pacientes con una disposición geográfica o ambiental favorable. La evidencia bioquímica de cirrosis o un sedimento urinario anormal en un inmigrante de África representa la posibilidad de esquistosomosis y la anemia y trombocitopenia en un turista febril o un inmigrante indican paludismo. La CT y MRI también contribuyen al diagnóstico de muchas parasitosis hísticas y se han convertido en técnicas complementarias invaluables en el diagnóstico de neurocisticercosis y toxoplasmosis cerebral.

Existen análisis útiles de anticuerpos para muchos de los principales parásitos hísticos; la mayor parte se enumera en el cuadro 245e-8 y se obtienen a partir de los Centers for Disease Control and Prevention (CDC) en Atlanta. Los resultados de las pruebas serológicas que no se enumeran en los cuadros se deben interpretar con cautela.

La utilidad de los análisis de anticuerpos es limitada por diversos factores. Por ejemplo, la técnica de elección para diagnosticar paludismo en pacientes individuales es aún la preparación de frotis sanguíneos gruesos y delgados, puesto que los títulos diagnósticos para Plasmodium se forman lentamente y no permiten distinguir la especie (paso crítico en el tratamiento de los pacientes). Los antígenos de filaria experimentan reacciones cruzadas con los de otros nematodos; al igual que en los análisis de anticuerpos contra la mayor parte de los parásitos, la presencia del anticuerpo en el análisis de filaria no distingue entre una infección antigua y una actual. Pese a estas limitaciones específicas, la distribución geográfica restringida de muchos parásitos tropicales aumenta la utilidad diagnóstica de la presencia y ausencia de anticuerpos en los turistas provenientes de países industrializados. Por el contrario, gran parte de la población del mundo ha tenido contacto con Toxoplasma gondii y la presencia de anticuerpos IgG contra T. gondii no constituye prueba de la enfermedad activa.

Existen menos análisis por anticuerpos para el diagnóstico de las parasitosis intestinales. La principal excepción es E. histolytica. Están disponibles pruebas serológicas sensibles y específicas que son invaluables para el diagnóstico de la amebosis. Ahora existen diversos equipos comerciales para detectar el antígeno por medio de enzimoinmunoanálisis o el microorganismo completo por medio de análisis con anticuerpos fluorescentes para numerosos protozoarios (cuadro 245e-8).

La hibridación del DNA con sondas que se repiten varias veces en el genoma de un parásito en particular y la amplificación de un fragmento de DNA específico por medio de la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) se han establecido como técnicas útiles para el diagnóstico de diversas infecciones por protozoarios (cuadro 245e-8). Si bien la PCR es muy sensible, es complemento de las técnicas convencionales para detectar parásitos y se debe solicitar únicamente cuando las técnicas microscópicas e inmunodiagnósticas no establecen el diagnóstico probable. Por ejemplo, sólo la presencia de varios frotis sanguíneos negativos o el fracaso para identificar la especie infectante justifican la PCR para el diagnóstico o tratamiento del paludismo. Además de PCR en sangre anticoagulada, los CDC (www.cdc.gov/dpdx) y varios laboratorios comerciales llevan a cabo ahora PCR para detectar ciertos parásitos específicos en muestras de heces fecales, biopsias y líquido de lavado broncoalveolar (cuadro 245e-8). A pesar de que se utiliza en la actualidad PCR para detectar protozoarios, seguramente la investigación activa establecerá su viabilidad para identificar a varios helmintos.