CAPÍTULO 2: Estructura celular

Este capítulo revisa la estructura y función básica de los componentes que constituyen a las células eucariotas y procariotas. El capítulo inicia con el análisis del microscopio. Desde el punto de vista histórico, el microscopio reveló por primera vez la presencia de bacterias y más tarde, los secretos de la estructura celular. Hoy en día es aún una herramienta poderosa en el estudio de la biología celular.

El microscopio de luz

El poder de resolución del microscopio de luz bajo condiciones ideales es de casi la mitad de la longitud de onda de la luz utilizada. (El poder de resolución es la distancia que debe separar dos puntos de fuentes de luz para que puedan observarse como dos imágenes distintas.) Con la longitud de onda de la luz amarilla con 0.4 μm, los diámetros separados más pequeños son de casi 0.2 μm (p. ej., casi la tercera parte del ancho de una célula procariota típica). La utilidad del microscopio radica en que la magnificación hace visibles las partículas más pequeñas alcanzables en el poder de resolución. A continuación se revisan varios tipos de microscopios de luz, los cuales se utilizan a menudo en microbiología.

A. Microscopio de campo brillante

El microscopio de campo brillante es el utilizado más a menudo en los cursos de microbiología y consiste en dos series de lentes (objetivo y ocular) que actúan en conjunto para la resolución de la imagen. Estos microscopios por lo general emplean una lente objetivo con 100 aumentos y una lente ocular con 10 aumentos, con lo que la magnificación de la muestra es de hasta 1 000 veces. Las partículas con diámetros de 0.2 μm se incrementan de tamaño a casi 0.2 mm, por lo que se hacen claramente visibles. La magnificación adicional no brinda mayor resolución de detalle y puede reducir el área de visibilidad (campo).

Con el microscopio, las muestras se tornan visibles por las diferencias en el contraste entre ellas y el entorno. Muchas bacterias son difíciles de observar bien por la falta de contraste con el medio circundante. Pueden utilizarse colorantes para teñir las células o sus organelos e incrementar el contraste, de forma que sean visibles con mayor facilidad en la microscopia de campo brillante.

B. Microscopio de contraste de fases

El microscopio de contraste de fases se desarrolló para mejorar las diferencias de contraste entre las células y el medio circundante, con lo que se hace posible observar células vivas sin tinción; con los microscopios de campo brillante deben utilizarse preparaciones de microorganismos muertos y teñidos. La microscopia de contraste de fases toma ventaja del hecho de que la luz pasa a través de objetos transparentes, como las células, y se fusiona en diferentes fases dependiendo de las propiedades de los materiales a través de los cuales pasa. Este efecto se amplifica por medio de un anillo especial en la lente objetivo del microscopio de contraste de fases, lo que da origen a la formación de una imagen oscura en un entorno luminoso.

C. Microscopio de campo oscuro

El microscopio de campo oscuro es el microscopio de luz en el cual el sistema de iluminación se ha modificado para alcanzar la muestra desde un solo lado. Esto se logra a través del uso de un condensador especial que bloquea la luz directa y la refleja a través de un espejo ubicado a un costado del condensador en un ángulo oblicuo. Esto crea un “campo oscuro” que contrasta contra el borde luminoso de la muestra y da origen a que los rayos oblicuos se reflejen desde el borde de la muestra hacia el objetivo del microscopio. La resolución de la microscopia de campo oscuro es bastante alta. Así, esta técnica ha sido de particular utilidad para la observación de microorganismos como Treponema pallidum, una espiroqueta con un diámetro inferior a 0.2 μm y que por lo tanto no puede observarse con microscopia de contraste de fases o de campo brillante (figura 2-1A).

D. Microscopio de fluorescencia

El microscopio de fluorescencia se utiliza para visualizar muestras con efecto de fluorescencia, que tiene la capacidad de absorber luz de longitud de onda corta (ultravioleta) y emitir luz con mayor longitud de onda (luz visible). Algunos microorganismos presentan fluorescencia natural por la presencia de sustancias fluorescentes, como la clorofila. Aquellos que no presentan fluorescencia natural pueden teñirse con un grupo de colorantes fluorescentes denominados fluorocromos. La microscopia de fluorescencia se utiliza ampliamente para el diagnóstico microbiológico. Por ejemplo, el fluorocromo auramina O adquiere un color amarillo brillante cuando se expone a la luz ultravioleta y es captado en gran medida por Mycobacterium tuberculosis, la bacteria que causa la tuberculosis. Cuando el colorante se aplica a una muestra que se sospecha contiene M. tuberculosis y se expone a la luz ultravioleta, la bacteria puede detectarse por la aparición de microorganismos de color amarillo brillante contra un campo oscuro.

El uso principal de la microscopia de fluorescencia es la técnica diagnóstica denominada técnica de anticuerpos fluorescentes (FA, fluorescent-antibody) o inmunofluorescencia. En esta técnica, anticuerpos específicos (p. ej., anticuerpos contra Legionella pneumophila) se marcan por medios químicos con fluorocromos como el isotiocianato de fluoresceína (FITC, fluorescein isothiocyanate). Tales anticuerpos fluorescentes se añaden a la preparación que contiene la muestra. Si la muestra contiene L. pneumophila, los anticuerpos fluorescentes se unen a los antígenos en la superficie de la bacteria, dando origen a fluorescencia cuando haya exposición a luz ultravioleta (figura 2-1B).

E. Microscopio diferencial de contraste de interferencia

Los microscopios diferenciales de contraste de interferencia (DIC, differential interference contrast microscope) usan un polarizador para producir luz polarizada, la cual se hace pasar a través de un prisma que genera dos haces distintos; éstos pasan a través de la muestra y entran al objetivo donde se combinan en un solo haz. Por las ligeras diferencias en el índice de refracción de las sustancias a través de las cuales pasa cada haz, los haces combinados no están por completo alineados, sino que crean un efecto de interferencia, el cual intensifica diferencias útiles en la estructura celular. Estructuras como esporas, vacuolas y gránulos adquieren un aspecto tridimensional. La microscopia DIC es en particular útil para observar células no teñidas, por su capacidad para producir imágenes que revelan estructuras celulares internas que son menos aparentes con las técnicas de campo brillante.

Microscopio electrónico

El gran poder de resolución de la microscopia electrónica permite a los científicos observar estructuras detalladas de células procariotas y eucariotas. La resolución superior de la microscopia electrónica se debe al hecho de que los electrones tienen una longitud de onda mucho más corta que los fotones de la luz blanca.

Hay dos tipos de microscopios electrónicos para uso general: el microscopio electrónico de transmisión (TEM, transmission electron microscope), que tiene muchas características en común con el microscopio de luz y el microscopio electrónico de barrido (SEM, scanning electron microscope). El TEM fue el primero en ser desarrollado y utiliza un haz de electrones proyectados desde una fuente de electrones y se dirige a partir de un condensador electromagnético hacia una muestra delgada. Conforme los electrones golpean la muestra, son dispersados en forma diferencial por los distintos números atómicos y masa atómica en la muestra; algunos electrones pasan a través de la muestra y son recopilados y dirigidos por una lente objetivo electromagnética, que presenta una imagen de la muestra a un sistema de proyección de lentes para su ampliación adicional. Se visualiza la imagen al permitir que se afecte la pantalla, la cual presenta fluorescencia cuando chocan los electrones. La imagen puede registrarse en película fotográfica. El TEM permite observar partículas con separación de 0.001 μm. Los virus con diámetros de 0.01 a 0.2 μm pueden observarse con facilidad.

El SEM por lo común tiene menor poder de resolución que el TEM; sin embargo, es de particular utilidad para proporcionar imágenes tridimensionales de la superficie de objetos microscópicos. Los electrones se dirigen por medio de lentes a un punto muy fino. La interacción de los electrones con la muestra da origen a la liberación de diferentes formas de radiación (p. ej., electrones secundarios) de la superficie del material, la cual se capta por medio de un detector apropiado, se amplifica y más tarde se presenta como imágenes en una pantalla de televisión (figura 2-1C).

Una técnica importante en la microscopia electrónica es el uso de “sombreado”. Esto consiste en el depósito de una capa delgada de metal pesado (como platino) sobre la muestra al colocarlo en el trayecto del haz de iones metálicos en el vacío. El haz se dirige en un ángulo agudo respecto a la muestra, de forma que adquiere una “sombra” en la forma de un área no cubierta en el otro lado. Cuando un haz de electrones pasa a través de la preparación cubierta en el microscopio electrónico y se crea una imagen positiva a partir de una imagen “negativa” se logra un efecto tridimensional (figura 2-21).

Otra técnica importante en la microscopia electrónica incluye el uso de cortes ultradelgados de material incrustado, un método de congelamiento-secado de muestras que evita la distorsión causada por los procedimientos convencionales desecados, y con el uso de tinciones negativas con un material denso para los electrones, como el ácido fosfotungsténico o sales de uranilo (figura 42-1). Sin estas sales de metales pesados, no se lograría suficiente contraste para detectar los detalles de una muestra.

Microscopio láser confocal

El microscopio láser confocal (CSLM, confocal scanning laser microscope) asocia una fuente luminosa láser con un microscopio de luz. En la microscopia láser confocal un haz láser se dirige a un espejo que a su vez dirige el haz a través del dispositivo de imagen. A continuación el haz láser se dirige a través de un orificio que se ajusta con precisión al plano del foco del haz para dar una capa vertical en la muestra. Al iluminar con precisión sólo un plano de la muestra, la intensidad de la iluminación disminuye con rapidez por arriba y por abajo del plano del foco y aleja la luz de otros planos diferentes al focal. Así, con muestras relativamente gruesas, pueden observarse varias capas al ajustar el plano del foco del haz láser.

Las células a menudo se tiñen con colorantes fluorescentes para hacerlas más visibles. Otro método consiste en generar imágenes con color falso al ajustar el microscopio en forma tal que se obtengan diferentes capas con diferentes colores. Los microscopios láser confocales están equipados con programas informáticos para crear imágenes digitales para su procesamiento subsiguiente. Así, las imágenes obtenidas de las diferentes capas pueden almacenarse y superponerse por medios digitales para reconstruir una imagen tridimensional de la totalidad de la muestra.

Microscopio de sonda de barrido

Los microscopios de sonda de barrido son una nueva clase de microscopios que miden características de la superficie al desplazar una sonda sobre la superficie del objeto. La microscopia de efecto túnel y la microscopia de fuerza atómica son ejemplos de esta nueva clase de microscopios, que permiten a los científicos observar átomos o moléculas en la superficie de la muestra estudiada. Por ejemplo, pueden estudiarse las interacciones entre las proteínas de la bacteria Escherichia coli con el empleo de un microscopio de fuerza atómica.

Núcleo

El núcleo contiene el genoma de la célula. Está limitado por una membrana formada por un par de unidades de membrana separadas por un espacio de grosor variable. La membrana interna por lo común es un saco simple, pero la membrana más externa se presenta en varios sitios como una continuación del retículo endoplásmico (ER, endoplasmic reticulum). La membrana nuclear muestra permeabilidad selectiva por la presencia de poros, que consisten en varias proteínas complejas cuya función es importar sustancias y extraer sustancias del núcleo. Los cromosomas de las células eucariotas contienen macromoléculas de DNA lineal expuestas en una doble hélice. Sólo son visibles con la microscopia de luz cuando la célula se encuentra en división y el DNA se encuentra en una forma muy condensada; en otros momentos los cromosomas no se encuentran condensados y tienen el aspecto que se muestra en la figura 2-3. Las macromoléculas de DNA de las células eucariotas se asocian con proteínas básicas denominadas histonas que se unen al DNA por medio de interacciones iónicas.

Una estructura a menudo visible en el núcleo es el nucléolo, un área rica en RNA que es el sitio de síntesis del RNA ribosómico (figura 2-3). Las proteínas ribosómicas sintetizadas en el citoplasma se transportan hacia el nucléolo y se combinan con RNA ribosómico para formar subunidades grandes y pequeñas de ribosoma eucariota. Más tarde éstas son llevadas al citoplasma donde se asocian para formar ribosomas intactos que participan en la síntesis de proteínas.

Estructuras citoplásmicas

El citoplasma de las células eucariotas se caracteriza por la presencia de un ER, vacuolas, plástidos que se reproducen por sí mismos y un citoesqueleto complejo, compuesto por microtúbulos, microfilamentos y filamentos intermedios.

El retículo endoplásmico es una red de conductos limitados por membranas que tienen continuidad con la membrana del núcleo. Se identifican dos tipos de ER: rugoso, al cual se unen ribosomas 80S y liso, sin dichos ribosomas (figura 2-3). El ER rugoso es el principal productor de glucoproteínas y también produce nuevo material de membrana que se transporta a través de la célula; el ER liso participa en la síntesis de lípidos y en algunos aspectos del metabolismo de los carbohidratos. El aparato de Golgi consiste en un conjunto de membranas que funcionan en combinación con el ER para modificar y organizar productos químicos del retículo endoplásmico que más tarde serán secretados y aquellos que participan en la producción de otras estructuras de la membrana celular.

Los plástidos incluyen mitocondrias y cloroplastos. Varias pruebas sugieren que las mitocondrias y cloroplastos son descendientes de microorganismos procariotas antiguos y que se originaron del englobamiento de células procariotas por células de mayor tamaño (endosimbiosis). Las mitocondrias tienen el tamaño de una célula procariota y su membrana, que carece de esteroles, es mucho menos rígida que la membrana citoplásmica de las células eucariotas, las cuales contienen esteroles. Las mitocondrias contienen dos grupos de membranas. La membrana más externa es permeable y cuenta con numerosos conductos diminutos que permiten el paso de iones y moléculas pequeñas (p. ej., trifosfato de adenosina [ATP, adenosine triphosphate]). La invaginación de la membrana externa forma un sistema de membranas plegadas internas denominadas crestas. Las crestas son los sitios donde se encuentran las enzimas que participan en la respiración y producción de ATP. También contienen proteínas de transporte específico que regulan el paso de metabolitos hacia el interior y el exterior de la matriz mitocondrial. Dicha matriz contiene varias enzimas, en particular aquellas que participan en el ciclo del ácido cítrico. Los cloroplastos son organelos celulares fotosintéticos capaces de convertir la energía de la luz solar a energía química por medio de la fotosíntesis. La clorofila y todos los demás componentes necesarios para la fotosíntesis se ubican en una serie de discos aplanados de la membrana denominados tilacoides. El tamaño, forma y número de cloroplastos por célula varía notablemente; a diferencia de las mitocondrias, los cloroplastos por lo general son mucho más grandes que las células procariotas. Las mitocondrias y cloroplastos contienen su propio DNA, el cual se encuentra en forma circular cerrada por medio de enlaces covalentes y codifica algunas proteínas (no todas) y participa en la transferencia de RNA. Las mitocondrias y cloroplastos también contienen ribosomas 70S, al igual que las procariotas.

Algunos microorganismos eucariotas (p. ej., Trichomonas vaginalis) carecen de mitocondrias y en su lugar contienen organelos respiratorios rodeados por una membrana, denominados hidrogenosomas. Estos últimos también parecen haberse originado por endosimbiosis y en algunos se ha identificado que contienen DNA y ribosomas. Los hidrogenosomas, pese a que son similares en tamaño con las mitocondrias, carecen de crestas y de las enzimas del ciclo del ácido tricarboxílico. El hidrogenosoma capta al piruvato, H₂, CO₂ y acetato y produce ATP.

Los lisosomas son sacos rodeados por membrana que contienen varias enzimas digestivas que las células utilizan para desdoblar macromoléculas como proteínas, grasas y polisacáridos. Los lisosomas permiten que estas enzimas no se encuentren en contacto con el citoplasma, donde pueden destruir macromoléculas celulares de importancia si no son contenidas en forma apropiada. Después de la hidrólisis de macromoléculas en los lisosomas, los monómeros resultantes pasan del lisosoma hacia el citoplasma donde actúan como nutrientes.

El peroxisoma es una estructura rodeada por membrana cuya función consiste en producir H₂O₂ por la reducción de O₂ a partir de varios hidrógenos donadores. El H₂O₂ producido en el peroxisoma más tarde se degrada a H₂O y O₂ por acción de la enzima catalasa.

El citoesqueleto es una estructura tridimensional que ocupa el citoplasma. Los tres tipos principales de fibras que comprenden el citoesqueleto son microfilamentos, filamentos intermedios y microtúbulos. Los microfilamentos tienen casi 3 a 6 nm de diámetro y son los polímeros compuestos por subunidades de la proteína actina. Estas fibras forman andamios a través de los cuales se define y mantiene la forma de la célula. Los microfilamentos pueden desplazarse por los movimientos celulares, lo que incluye deslizamiento, contracción y citocinesis.

Los microtúbulos son tubos cilíndricos, de 20 a 25 nm de diámetro y están compuestos por subunidades de la proteína tubulina. Los microtúbulos colaboran con los microfilamentos para mantener la estructura celular, formar las fibras fusiformes que separan los cromosomas durante la mitosis y también participar de manera importante en la motilidad celular. Los filamentos intermedios tienen casi 10 nm de diámetro y proporcionan fuerza tensil a la célula.

Capas superficiales

El citoplasma está rodeado por una membrana plasmática compuesta por proteínas y fosfolípidos, similar a la membrana de las células procariotas, ilustrada más adelante (figura 2-11). La mayor parte de las células animales no tienen otras capas superficiales; no obstante, las células vegetales tienen una pared celular externa compuesta por celulosa (figura 2-3b). Muchos microorganismos eucariotas también tienen una pared celular externa, que puede ser compuesta por polisacáridos como celulosa o quitina o pueden ser inorgánicos, por ejemplo, la pared de sílice de las diatomeas.

Organelos que participan en la motilidad

Muchos microorganismos eucariotas tienen organelos denominados flagelos (p. ej., T. vaginalis) o cilios (p. ej., Paramecium) que permiten el movimiento similar a una onda que desplaza las células sobre el agua. Los flagelos eucariotas surgen de las regiones polares de la célula y los cilios, que son más cortos que los flagelos, rodean a las células (figura 2-4). Los flagelos y los cilios de las células eucariotas tienen la misma estructura básica y composición bioquímica. Ambos consisten en grupos de microtúbulos, cilindros proteínicos huecos compuestos por una proteína llamada tubulina y que está rodeada por una membrana. La disposición de los microtúbulos se conoce como “sistema 9 + 2” porque está formado de nueve pares periféricos de microtúbulos rodeados por dos microtúbulos centrales (figura 2-5).

La célula procariota es más simple que la eucariota en todos los aspectos, con una excepción: la envoltura celular es más compleja.

Nucleoide

Las células procariotas no tienen un núcleo verdadero; almacenan su DNA en una estructura conocida como nucleoide. El DNA de carga negativa es neutralizado, al menos en parte, por poliaminas pequeñas y por iones de magnesio, pero las proteínas similares a histonas existen en bacterias y tal vez desempeñan una función similar a la de las histonas en la cromatina de las células eucariotas.

Las micrografías electrónicas de células procariotas típicas revelan la presencia de membrana nuclear y de un aparato mitótico. La excepción a esta regla son los plantomicetos, un grupo de bacterias acuáticas que tienen un nucleoide rodeado por una cubierta nuclear formada por dos membranas. La diferenciación entre las células procariotas y eucariotas es que las primeras no cuentan con un aparato similar al huso mitótico. La región nuclear (figura 2-6) está llena de fibrillas de DNA. El nucleoide de la mayor parte de las células bacterianas consiste en una molécula circular única y continua, que varía en tamaño de 0.58 a casi 10 millones de pares de bases. Sin embargo, unas cuantas bacterias han demostrado poseer dos, tres o incluso cuatro cromosomas diferentes. Por ejemplo, Vibrio cholerae y Brucella melitensis tienen dos cromosomas distintos. Hay dos excepciones a esta regla de material genético circular porque algunas células procariotas (Borrelia burgdorferi y Streptomyces coelicolor) han mostrado poseer cromosomas lineales.

En las bacterias, el número de nucleoides y por lo tanto el número de cromosomas, depende de las condiciones de proliferación. Las bacterias con rápido crecimiento tienen nucleoides más grandes por célula que las de crecimiento lento; sin embargo, cuando se presentan múltiples copias, todas son similares (es decir, las células procariotas son haploides).

Estructuras citoplásmicas

Las células procariotas carecen de plástidos autónomos, como las mitocondrias y cloroplastos; las enzimas de transporte de electrones se localizan en la membrana citoplásmica. Los pigmentos fotosintéticos (carotenoides, bacterioclorofila) de bacterias fotosintéticas se encuentran contenidos en sistemas de membranas intracitoplásmicas de varias morfologías. Las vesículas de membrana (cromatóforos) son tipos de membrana observadas a menudo. Algunas bacterias fotosintéticas tienen estructuras especializadas rodeadas por membrana denominadas clorosomas. En algunas cianobacterias (antes conocidas como algas azul-verdosas) las membranas fotosintéticas a menudo forman estructuras de múltiples capas conocidas como tilacoides (figura 2-7). Los principales pigmentos accesorios utilizados para recolectar luz son las ficobilinas que se encuentran en la superficie externa de las membranas de los tilacoides.

Las bacterias a menudo almacenan materiales de reserva en forma de gránulos insolubles, que tienen el aspecto de cuerpos refringentes en el citoplasma cuando se observan en un microscopio de contraste de fases. También se denominan cuerpos de inclusión y casi siempre participan en el almacenamiento de energía o como reservorio de bloques estructurales. La mayor parte de las inclusiones celulares están limitadas por una membrana delgada formada por lípidos, que sirve para separar los cuerpos de inclusión del citoplasma mismo. Uno de los cuerpos de inclusión más comunes consiste en ácido poli-β hidroxibutírico (PHB, poly-β-hydroxybutyric acid), un compuesto similar a un lípido que tiene cadenas de ácido β-hidroxibutírico conectadas a través de enlaces éster. El PBH se produce cuando la fuente de nitrógeno, sulfuro y fósforo se encuentra limitada y hay exceso de carbón en el medio (figura 2-8A). Otro producto de almacenamiento formado por las células procariotas cuando hay carbón en cantidades excesivas es el glucógeno, un polímero de la glucosa. El glucógeno y PHB se utilizan como fuentes de carbono cuando se reinicia la síntesis de proteínas y ácidos nucleicos. Diversos procariotas son capaces de oxidar compuestos de sulfuro reducidos como ácido sulfhídrico y tiosulfato, produciendo gránulos intracelulares de azufre elemental (figura 2-8B). Conforme las fuentes de azufre reducido se ven limitadas, se oxidan los gránulos de azufre, por lo común a sulfato y los gránulos desaparecen con lentitud. Muchas bacterias acumulan grandes reservas de fosfato inorgánico en la forma de gránulos de polifosfato. Tales gránulos podrán degradarse y utilizarse como fuentes de fosfato para la producción de ácidos nucleicos y síntesis de fosfolípidos para mantener el crecimiento. En ocasiones, éstos se denominan gránulos de volutina o gránulos metacromáticos, porque se tiñen de rojo con un colorante azul. Estas son características de las corinebacterias (capítulo 13).

Ciertos grupos de bacterias autótrofas que fijan dióxido de carbono producen bloques de construcción bioquímica que contienen cuerpos poliédricos rodeados por una cubierta proteínica (carboxisomas) y contienen una enzima fundamental para la fijación de CO₂, la carboxilasa de ribulosa bifosfato (figura 2-7). Los magnetosomas son partículas cristalinas intracelulares del mineral de hierro magnetita (Fe₃O₄) que permiten que ciertas bacterias acuáticas muestren magnetotaxis (migración u orientación de la célula respecto al campo magnético de la Tierra). Los magnetosomas están rodeados por membranas que contienen fosfolípidos, proteínas y glucoproteínas. Las vesículas de gas se observan, casi de manera exclusiva en microorganismos de hábitat acuáticos, donde proporcionan flotabilidad. Las membranas de las vesículas de gas tienen proteínas con un grosor de 2 nm, son impermeables al agua y a los solutos pero permeables a los gases; así, las vesículas de gas existen como estructuras llenas de gas rodeadas por elementos del citoplasma (figura 2-9).

Las bacterias contienen proteínas similares a la actina y proteínas del citoesqueleto diferentes a la actina de las células eucariotas, como proteínas adicionales que participan en la formación del citoesqueleto (figura 2-10). Los homólogos de la actina (p. ej., MreB, Mbl) realizan varias funciones, y colaboran a establecer la forma de la célula, segregar cromosomas y localizar proteínas en la célula. Los homólogos diferentes a la actina (p. ej., FtsZ) y proteínas singulares del citoesqueleto bacteriano (p. ej., SecY, MinD) participan en determinar la forma celular en la regulación de la división celular y segregación de cromosomas.

Envoltura celular

Las células procariotas están rodeadas por una envoltura compleja en capas que difiere en composición entre los principales grupos. Tales estructuras protegen al microorganismo de entornos ambientales hostiles, como osmolaridad extrema, químicos nocivos e incluso antibióticos.

Membrana celular

A. Estructura

La membrana celular bacteriana, también denominada membrana citoplásmica, es visible en la micrografía electrónica de cortes delgados (figura 2-15). Es una “unidad de membrana” típica compuesta por fosfolípidos y hasta 200 diferentes tipos de proteínas. Las proteínas constituyen casi 70% de la masa de la membrana, una proporción considerablemente más elevada en comparación con las membranas de las células de mamíferos. En la figura 2-11 se ilustra un modelo de organización de la membrana. La membrana de las células procariotas se diferencia de aquella de las células eucariotas por la ausencia de esteroles y la única excepción son los micoplasmas que incorporan esteroles, como el colesterol, en sus membranas cuando se cultiva en medios que contienen esteroles.

Las membranas celulares de las arqueobacterias difieren de las bacterias (capítulo 1). Las membranas celulares de algunas arqueobacterias contienen un lípido singular, los isoprenoides en lugar de ácidos grasos, unidos al glicerol por un enlace éter en lugar de un enlace éster. Algunos de estos lípidos no contienen grupos fosfato y por lo tanto no son fosfolípidos. En otras especies las membranas celulares están constituidas por una monocapa de lípidos formada por lípidos grandes (casi el doble de la longitud de los fosfolípidos) con éteres de glicerol en ambos extremos (tetraéteres de diglicerol). Las moléculas se orientan a sí mismas por la presencia de grupos de glicerol polares en la superficie y cadenas de compuestos hidrocarbonos no polares en su interior. Estos lípidos poco comunes contribuyen a la capacidad de múltiples arqueobacterias de proliferar en condiciones ambientales, por ejemplo en presencia de grandes concentraciones de sal, pH bajo o temperaturas muy elevadas.

B. Función

Las principales funciones de la membrana citoplásmica son: 1) permeabilidad selectiva y transporte de solutos; 2) transporte de electrones y fosforilación oxidativa en especies aerobias; 3) excreción de exoenzimas hidrolíticas; 4) transporte de enzimas y moléculas que participan en la biosíntesis de DNA, polímeros de la pared celular y lípidos de la membrana, y 5) portar receptores y otras proteínas quimiotácticas y otros sistemas sensoriales de transducción.

Al menos 50% de la membrana citoplásmica debe encontrarse en estado semilíquido a fin de que ocurra la proliferación celular. Con temperaturas bajas, esto se logra al incrementar en gran medida la síntesis e incorporación de ácidos grasos no saturados en los fosfolípidos de la membrana celular.

1. Permeabilidad de transporte. La membrana citoplásmica forma una barrera hidrófoba impermeable a la mayor parte de las moléculas hidrofílicas. Sin embargo, existen varios mecanismos (sistemas de transporte) que permiten que la célula transporte nutrientes hacia el interior de la misma y productos de desecho hacia el exterior. Estos sistemas de transporte trabajan contra gradiente de concentración con el fin de incrementar la concentración de nutrientes en el interior de la célula, una función que requiere alguna forma de energía. Hay tres mecanismos de transporte generales que participan en el transporte de membrana: transporte pasivo, transporte activo y translocación de grupo.

a. Transporte pasivo. Este mecanismo depende de la difusión, no utiliza la energía y funciona sólo cuando el soluto se encuentra en concentraciones más elevadas fuera de la célula. La difusión simple explica la entrada de muy pocos nutrientes, lo que incluye el oxígeno disuelto, dióxido de carbono y el agua misma; no proporciona velocidad ni selectividad. La difusión facilitada no utiliza energía, de forma que el soluto nunca alcanza una concentración interna mayor que la que existe fuera de la célula. Sin embargo, esta difusión es selectiva. Los conductos de proteínas forman conductos selectivos que facilitan el paso de moléculas específicas. La difusión facilitada es común en microorganismos eucariotas (p. ej., levaduras) pero es poco común en células procariotas. El glicerol es uno de los pocos compuestos que penetran en las células procariotas por difusión facilitada.

b. Transporte activo. Muchos nutrientes se concentran más de 1 000 veces como consecuencia del transporte activo. Hay dos tipos de mecanismos de transporte activo, lo que depende de la fuente de energía utilizada: transporte acoplado con iones y transporte con casete unido a ATP (ABC).

1) Transporte acoplado con iones. Estos sistemas desplazan una molécula a través de la membrana celular siguiendo un gradiente iónico previamente establecido, como una fuerza de movimiento por sodio o de movimiento por protones. Hay tres tipos básicos: transporte simple (uniport), cotransporte unidireccional (symport) y cotransporte bidireccional (antiport) (figura 2-12). El transporte acoplado con iones es en particular común en microorganismos aerobios, que tienen mayor facilidad para generar una fuerza de desplazamiento de iones que los microorganismos anaerobios. Los transportadores simples catalizan el transporte de un sustrato sin importar el ion acoplado. Los cotransportadores unidireccionales catalizan el transporte simultáneo de dos sustratos en la misma dirección por un solo transportador; por ejemplo, un gradiente de H⁺ puede permitir el cotransporte unidireccional de iones de carga opuesta (p. ej., glicina) o de moléculas de carga neutra (p. ej., galactosa). Los cotransportadores bidireccionales catalizan el transporte simultáneo de dos compuestos de carga similar en direcciones opuestas por un transportador común (p. ej., H⁺:Na⁺). Casi 40% de los sustratos transportados por E. coli utilizan este mecanismo.

2) Transporte ABC. Este mecanismo emplea ATP directamente para el transporte de solutos hacia el interior de la célula. En bacterias gramnegativas el transporte de varios nutrientes se facilita por proteínas transportadoras (de unión) específicas que se ubican en el espacio periplasmático; en células grampositivas las proteínas de unión se encuentran fijas a la superficie externa de la membrana celular. Estas proteínas funcionan al transferir el sustrato de unión a un complejo proteínico unido a la membrana. Se desencadena la hidrólisis de ATP y se utiliza la energía para abrir los poros de la membrana y permitir el movimiento unidireccional de los sustratos hacia el interior de la célula. Casi 40% de los sustratos transportados por E. coli utilizan este mecanismo.

c. Translocación de grupo. Además del transporte verdadero, en el cual un soluto se desplaza a través de la membrana sin cambio en su estructura, las bacterias utilizan un proceso denominado translocación del grupo (metabolismo vectorial) para llevar a cabo la captación neta de ciertos carbohidratos (p. ej., glucosa y manosa) el sustrato sufre fosforilación durante el proceso de transporte. En un sentido estricto, la translocación de grupo no es un transporte activo porque no participa un gradiente de concentración. Dicho proceso permite que las bacterias utilicen sus fuentes energéticas de manera eficiente al acoplar el transporte con el metabolismo. En este proceso, una proteína transportadora de membrana sufre fosforilación en el citoplasma a expensas del fosfoenolpiruvato; la proteína transportadora fosforilada se une al azúcar libre en la cara exterior de la membrana, es transportada hacia el citoplasma y liberada en forma de carbohidrato unido a un fosfato. Tales sistemas de transporte de carbohidratos se denominan sistemas de fosfotransferasas. Los sistemas de fosfotransferasas también participan en el movimiento hacia las fuentes de carbono (quimiotaxia) y en la regulación de otras vías metabólicas (represión catabólica).

d. Procesos especiales de transporte. El hierro (Fe) es un nutriente esencial para la proliferación de la mayor parte de las bacterias. En condiciones anaerobias este elemento por lo general se encuentra en estado de oxidación +2 y en estado soluble. Sin embargo, en condiciones anaerobias dicho metal por lo común se encuentra en estado de oxidación +3 y es insoluble. Los compartimentos internos de los animales prácticamente no contienen hierro libre, pues se encuentra secuestrado en complejos como las proteínas transferrina y lactoferrina. Algunas bacterias resuelven este problema al secretar sideróforos, compuestos que causan la quelación de hierro y favorecen su transporte a complejos solubles. Uno de los principales grupos de sideróforos consiste en derivados del ácido hidroxámico (−CONH₂OH), los cuales producen la quelación intensa de Fe³⁺. El complejo hierro-hidroxamato es transportado activamente hacia el interior de la célula por la acción cooperativa de un grupo de proteínas que abarcan la membrana externa, el periplasma y la membrana interna. El hierro se libera y el hidroxamato puede salir de la célula y utilizarse de nuevo para el transporte de hierro.

Algunas bacterias patógenas utilizan mecanismos fundamentalmente diferentes que incluyen receptores específicos que se unen a la transferrina y lactoferrina del hospedador (al igual que a otras proteínas del hospedador que contienen hierro). El hierro se retira y transporta hacia el interior de la célula por un proceso dependiente de energía.

2. Transporte de electrones y fosforilación oxidativa. Los citocromos y otras enzimas y componentes de la cadena respiratoria incluyen ciertas deshidrogenasas que se ubican en la membrana celular. La membrana celular bacteriana es un análogo funcional a la membrana mitocondrial, una relación que muchos biólogos han considerado como la base para la teoría de que las mitocondrias evolucionaron a partir de bacterias simbióticas. En el capítulo 6 se revisa el mecanismo por el cual la generación de ATP se acopla con el transporte de electrones.

3. Excreción de exoenzimas hidrolíticas y patogenia de las proteínas. Todos los organismos que dependen de polímeros orgánicos macromoleculares como fuente energética (p. ej., proteínas, polisacáridos, lípidos) excretan enzimas hidrolíticas que desdoblan los polímeros hasta subunidades lo suficientemente pequeñas para penetrar la membrana celular. Los animales superiores secretan tales enzimas en la luz del tubo digestivo; las bacterias (tanto grampositivas como gramnegativas) las secretan directamente al medio externo o en el espacio periplasmático entre la capa de peptidoglucano y la membrana externa de la pared celular en el caso de las bacterias gramnegativas (véase la sección Pared celular, adelante).

En las bacterias grampositivas, las proteínas se secretan directamente, en tanto que las proteínas secretadas por las bacterias gramnegativas deben atravesar también la membrana externa. Se han descrito seis vías de secreción de proteínas en las bacterias: sistemas de secreción tipos I, II, III, IV, V y VI. En la figura 2-13 se muestra un esquema de los sistemas tipos I a V. Los sistemas de secreción tipos I y IV se han descrito para bacterias grampositivas y gramnegativas, en tanto que los sistemas de tipos II, III, V y VI se han encontrado sólo en bacterias gramnegativas. Las proteínas secretadas por las vías tipo I y tipo III atraviesan la membrana interna (IM, inner membrane) y la membrana externa (OM, outer membrane) en un paso, pero las proteínas secretadas por las vías tipo II y tipo V, atraviesan la IM y la OM en pasos separados. Las proteínas secretadas por las vías de tipo II y V se sintetizan en ribosomas citoplásmicos como preproteínas que contienen una secuencia principal adicional o una secuencia de señales de 15 a 40 aminoácidos (más a menudo casi 30 aminoácidos) en el extremo amino terminal y requieren un sistema secundario para el transporte a través de la IM. En la E. coli, la vía secundaria comprende varias proteínas IM (SecD hasta SecF, SecY), una ATPasa asociada con la membrana celular (SecA) que proporciona energía para su exportación, una proteína chaperona (SecB) que se une a las preproteínas y una peptidasa de señal periplasmática. Después de la translocación, la secuencia principal sufre desdoblamiento por la peptidasa de señal unida a la membrana y se libera la proteína madura hacia el espacio periplasmático. Por el contrario, las proteínas secretadas por los sistemas de tipos I y III no tienen una secuencia principal y se exportan intactas.

En las bacterias gramnegativas y grampositivas, otro sistema de translocación de la membrana plasmática conocida como vía tat, puede desplazar proteínas a través de la membrana plasmática. En las bacterias gramnegativas dichas proteínas son suministradas al sistema tipo II (figura 2-13). La vía tat es diferente al sistema sec porque transporta proteínas ya plegadas.

Aunque las proteínas secretadas por los sistemas tipos II y V son similares en cuanto al mecanismo por el cual cruzan la membrana interna, existen diferencias en la forma en que atraviesan la OM. Las proteínas secretadas por el sistema tipo II se transportan a través de la OM por un complejo multiproteínico (figura 2-13). Esta es la principal vía para la secreción de las enzimas de degradación extracelular por parte de las bacterias gramnegativas. La elastasa, fosfolipasa C y exotoxina A son secretadas por este sistema en la bacteria Pseudomonas aeruginosa. Sin embargo, las proteínas secretadas por los sistemas tipo V se autotransportan a través de la membrana externa en virtud de una secuencia carboxilo terminal, que es eliminada por medios enzimáticos hasta la liberación de la proteína desde la membrana externa. Algunas proteínas extracelulares (p. ej., la proteasa IgA de Neisseria gonorrhoeae y la citotoxina que forma vacuolas de Helicobacter pylori) son secretadas a través de este sistema.

Las vías de secreción de tipos I y III son independientes de sec y por lo tanto no incluyen el procesamiento del extremo aminoterminal de las proteínas secretadas. La secreción de proteínas por estas vías ocurre en forma de un proceso continuo sin la presencia de un intermediario citoplásmico. La secreción de tipo I se ejemplifica con la hemolisina α de E. coli y la adenilil-ciclasa de la Bordetella pertussis. La secreción de tipo I requiere de tres proteínas secretoras: un casete de unión a ATP en la membrana interna (transportador ABC), que proporciona energía para la secreción de proteínas; una proteína de membrana externa y una proteína de difusión de membrana, que se encuentra fija a la membrana interna y abarca la totalidad del espacio periplasmático (figura 2-13). En lugar del péptido de señalización, la información se ubica en los 60 aminoácidos del extremo carboxilo terminal de la proteína secretada.

La vía de secreción de tipo III es un sistema dependiente del contacto, que se activa por el contacto con una célula del hospedador y a continuación se inyecta una proteína tóxica directamente a la célula hospedadora. El aparato de secreción de tipo III está compuesto por casi 20 proteínas, la mayor parte de las cuales se ubican al nivel de la membrana interna. La mayor parte de estos componentes de la IM son homólogos al aparato de biosíntesis flagelar de las bacterias grampositivas y gramnegativas. Al igual que la secreción de tipo I, las proteínas secretadas por la vía de tipo III no son objeto de procesamiento en el extremo amino terminal durante su secreción.

La vía de tipo IV secreta toxinas polipeptídicas (dirigidas contra células eucariotas) o complejos de proteína-DNA ya sea entre dos células bacterianas o entre una célula bacteriana y una célula eucariota. Un ejemplo de la secreción de tipo IV es el suministro del complejo de proteína-DNA por la bacteria Agrobacterium tumefaciens en una célula vegetal. Además, B. pertussis y H. pylori poseen sistemas de secreción tipo IV que median la secreción de la toxina de la tos ferina y el factor inductor de interleucina-8, respectivamente. La secreción de tipo VI independiente de sec fue descrita en fechas recientes en P. aeruginosa, donde contribuye a la patogenicidad en pacientes con fibrosis quística. Este sistema de secreción está compuesto por 15 a 20 proteínas cuya función bioquímica no se comprende por completo. Sin embargo, estudios recientes sugieren que algunas de tales proteínas comparten homología con proteínas de la cola de bacteriófagos.

Las características de los sistemas de secreción de proteínas de bacterias se resumen en el cuadro 9-5.

4. Funciones de biosíntesis. La membrana celular es el sitio de los lípidos transportadores sobre los cuales se ensamblan las subunidades de la pared celular (véase la revisión de la síntesis de las sustancias que forman la pared celular en el capítulo 6) así como de la biosíntesis de las enzimas de la pared celular. Las enzimas para la síntesis de fosfolípidos también se ubican en la membrana celular.

5. Sistemas quimiotácticos. Las sustancias con capacidad de atracción y repulsión se unen a receptores específicos en la membrana bacteriana (véase la sección Flagelos, adelante). Hay al menos 20 quimiorreceptores diferentes en la membrana de E. coli, algunos de los cuales también actúan como el primer paso en el proceso de transporte.

Pared celular

La presión osmótica interna de la mayor parte de las bacterias varía de 5 a 20 atm como consecuencia de la concentración de solutos por medio del transporte activo. En la mayor parte de los entornos, esta presión sería suficiente para hacer estallar la célula si no se contara con la presencia de una pared celular con fuerza tensil elevada (figura 2-14). La pared celular bacteriana debe su resistencia a una capa compuesta de diversas sustancias conocidas como mureína, mucopéptidos o peptidoglucanos (todos son sinónimos). La estructura de los peptidoglucanos se revisa adelante.

La mayor parte de las bacterias se clasifican como grampositivas o gramnegativas con base en su respuesta al procedimiento de tinción de Gram. El procedimiento recibió su nombre por el histólogo, Hans Christian Gram, quien desarrolló este procedimiento de tinción diferencial en un intento para teñir las bacterias en tejidos infectados. La tinción de Gram depende de la capacidad de ciertas bacterias (grampositivas) para retener un complejo de cristales de color violeta (un colorante de color violáceo) además de yodo después de un breve lavado con alcohol o acetona. Las bacterias gramnegativas no retienen el complejo de colorante-yodo y se vuelven translúcidas, pero pueden volverse a teñir con safranina (un colorante de color rojo). Así, las bacterias grampositivas adquieren un aspecto violáceo bajo el microscopio, en tanto que las bacterias gramnegativas se ven de color rojo. La diferenciación entre estos dos grupos refleja diferencias fundamentales en sus envolturas celulares (cuadro 2-1).

Además de brindar protección osmótica, la pared celular desempeña una función esencial en la división celular, también sirve como preparador para su propia biosíntesis. Varias capas de la pared son sitios de determinantes antigénicos mayores de la superficie celular y uno de sus componentes (los lipopolisacáridos de las paredes celulares de bacterias gramnegativas) son causantes de la actividad endotóxica inespecífica de las bacterias gramnegativas. En términos generales, la pared celular no muestra permeabilidad selectiva; sin embargo, una capa de la pared gramnegativa (la membrana externa) evita el paso de moléculas relativamente grandes (véase más adelante).

La biosíntesis de la pared celular y los antibióticos que interfieren en el proceso se revisan en el capítulo 6.

A. Capa de peptidoglucanos

El peptidoglucano es un polímero complejo que consiste, con fines de descripción, de tres partes: una estructura básica, compuesta de moléculas alternadas de N-acetilglucosamina y de ácido N-acetilmurámico unidas por enlaces beta 1→4 y un grupo idéntico de enlaces peptídicos cruzados (figura 2-15). La estructura básica es la misma en todas las especies bacterianas; las cadenas tetrapeptídicas laterales y los enlaces peptídicos varían de una especie a otra. En muchas paredes celulares de bacterias gramnegativas, los enlaces cruzados consisten de unión peptídica directa entre el grupo amino de una cadena lateral del ácido diaminopimélico (DAP) y el grupo carboxilo terminal de la cadena secundaria lateral de d-alanina.

Las cadenas laterales tetrapeptídicas de todas las especies tienen ciertas características importantes en común. La mayor parte tiene l-alanina en la posición 1 (unida al ácido N-acetilmurámico), d-glutamato o la sustitución de d-glutamato en la posición 2 y d-alanina en la posición 4. La posición 3 es la más variable: la mayor parte de las bacterias gramnegativas tienen ácido diaminopimélico u otro aminoácido en dicha posición.

El ácido diaminopimélico es un elemento singular en las paredes celulares bacterianas; nunca se encuentra en las paredes celulares de las arqueobacterias o de células eucariotas; es el precursor inmediato de la glicina en la biosíntesis bacteriana de dicho aminoácido (figura 6-19). Los mutantes bacterianos que son bloqueados antes de la síntesis de ácido diaminopimélico por lo común proliferan de forma normal cuando se encuentra dicho ácido en su entorno; cuando se administra L-glicina sola se destruyen, porque continúan proliferando pero son específicamente incapaces de sintetizar nuevo peptidoglucano para su pared celular.

El hecho de que las cadenas de peptidoglucanos tengan enlaces cruzados significa que cada capa de peptidoglucanos tiene una sola molécula gigante. En una bacteria grampositiva hay hasta 40 hojas de peptidoglucanos, lo que constituye hasta 50% del material de la pared celular; en las bacterias gramnegativas parece haber sólo una o dos hojas, lo que constituye 5 a 10% del material de la pared. La bacteria adquiere su forma, que es característica para cada especie en particular, por la estructura de su pared celular.

B. Componentes especiales de las paredes celulares de bacterias grampositivas

La mayor parte de las paredes celulares de las bacterias grampositivas contienen cantidades considerables de ácidos teicoico y teicurónico, los cuales pueden constituir hasta 50% del peso seco de la pared y 10% del peso seco de la totalidad de la célula. Además, algunas paredes de bacterias grampositivas pueden contener moléculas de polisacáridos.

1. Ácidos teicoico y teicurónico. El término ácido teicoico abarca la totalidad de la pared celular, membrana o polímeros capsulares que contienen glicerofosfato o residuos de ribitol fosfato. Estos polialcoholes están conectados por enlaces fosfodiéster y por lo común se encuentran unidos con otros carbohidratos y con d-alanina (figura 2-16A). Como tienen carga negativa, el ácido teicoico es en parte la causa de la carga negativa de la superficie celular en su conjunto. Hay dos tipos de ácidos teicoico: ácido teicoico de la pared (WTA, wall teichoic acid) que tiene unión covalente con los peptidoglucanos y ácido teicoico de la membrana que tiene unión covalente con glucolípidos de la membrana. Como estos últimos tienen asociación estrecha con los lípidos, también se han denominado ácidos lipoteicoicos (LTA, lipoteichoic acids). En conjunto con los peptidoglucanos, WTA y LTA constituyen una red polianiónica o matriz que proporciona funciones relacionadas con la elasticidad, porosidad, fuerza tensil y propiedades electrostáticas de la envoltura. No todas las bacterias grampositivas tienen LTA y WTA convencionales, pero aquellas que carecen de tales polímeros por lo común son similares desde el punto de vista funcional.

La mayor parte de los ácidos teicoicos contienen grandes cantidades de d-alanina, por lo común unida a la posición 2 o 3 del glicerol o a la posición 3 o 4 del ribitol. En algunos ácidos teicoicos más complejos la d-alanina se une a uno de los residuos de azúcar. Además de la d-alanina, otros sustitutos pueden unirse a los grupos hidroxilo libres del glicerol y ribitol (por ejemplo, glucosa, galactosa, N-acetilglucosamina, N-acetilgalactosamina o succinato). Una especie dada puede tener más de un tipo de azúcar sustituto además de la d-alanina; en tales casos, no se sabe si los diferentes carbohidratos se presentan en la misma molécula o en moléculas separadas de ácido teicoico. La composición del ácido teicoico formado por una especie bacteriana dada puede variar con la composición del medio en el cual es cultivada.

Los ácidos teicoicos constituyen la principal superficie de los antígenos de aquellas especies de bacterias grampositivas que los poseen y su accesibilidad para los anticuerpos se ha tomado como evidencia de que se encuentran en la superficie externa del peptidoglucano. Sin embargo, su actividad a menudo se incrementa por la digestión parcial de este último; así, gran parte del ácido teicoico puede encontrarse entre la membrana citoplásmica y la capa del peptidoglucano, tal vez extendiéndose a través de los poros formados en esta última (figura 2-16B). En el neumococo (Streptococcus pneumoniae) los ácidos teicoicos portan antígenos determinantes llamados antígeno Forssman. En el Streptococcus pyogenes, LTA se asocia con la proteína M que protruye desde la membrana celular a través de la capa de peptidoglucanos. Las largas moléculas de proteína M junto con LTA forman microfibrillas que facilitan la unión de S. pyogenes a las células animales (véase capítulo 14).

Los ácidos teicurónicos son polímeros similares, pero repiten unidades, lo que incluye carbohidratos ácidos (como N-acetilmanosurónico o ácido d-glucosurónico) en lugar de ácido fosfórico. Se sintetizan en lugar de los ácidos teicoicos cuando hay limitación en la disponibilidad de fosfato.

2. Polisacáridos. La hidrólisis de paredes celulares de bacterias grampositivas de ciertas especies ha permitido la obtención de carbohidratos neutros como manosa, arabinosa, ramnosa y glucosamina, además de azúcares ácidos como el ácido glucurónico y ácido manurónico. Se ha propuesto que dichos carbohidratos existen como subunidades de polisacáridos en la pared celular; sin embargo, el descubrimiento de que los ácidos teicoico y teicurónico pueden contener diversos carbohidratos hace incierto el origen de tales azúcares (figura 2-6A).

C. Componentes especiales de las paredes celulares de bacterias gramnegativas

Las paredes celulares de bacterias gramnegativas contienen tres componentes que se encuentran fuera de la capa de peptidoglucanos: lipoproteínas, membrana externa y lipopolisacáridos (figura 2-17).

1. Membrana externa. La membrana externa es diferente desde el punto de vista químico de todas las demás membranas biológicas. Es una estructura con bicapa cuya hoja interna tiene una composición similar a la de la membrana celular, en tanto que la hoja externa contiene un constituyente diferente, lipopolisacáridos (LPS, lipopolysaccharide) (véase adelante). Como consecuencia, las hojas de esta membrana son asimétricas y las propiedades de esta bicapa difieren considerablemente de las que se observan en las membranas biológicas simétricas, como en las membranas celulares.

La capacidad de la membrana externa para que excluya moléculas hidrófobas es una característica poco común entre las membranas biológicas y sirve para proteger a la célula (en el caso de bacterias entéricas) de sustancias nocivas, como las sales biliares. Por su naturaleza lipídica, es de esperarse que la membrana externa excluya también a moléculas hidrofílicas. Sin embargo, dicha membrana posee conductos especiales, formados por proteínas denominadas porinas, que permiten la difusión pasiva de compuestos hidrofílicos de bajo peso molecular como azúcares, aminoácidos y ciertos iones. Las moléculas grandes de antibióticos penetran la membrana externa con relativa lentitud, lo que explica la resistencia relativamente elevada a los antibióticos de las bacterias gramnegativas. La permeabilidad de la membrana externa varía ampliamente de un género bacteriano a otro; por ejemplo, P. aeruginosa es extremadamente resistente a los fármacos antibacterianos y tiene una membrana externa que es 100 veces menos permeable que la de E. coli.

Las proteínas principales de la membrana externa reciben su nombre con base en los genes que las codifican, y se han clasificado en varias categorías funcionales con base en los mutantes que carecen de las mismas y con base en experimentos en los cuales se han reconstituido proteínas purificadas en membranas artificiales. Las porinas, ejemplificadas por OmpC, D y F y por PhoE de E. coli y de Salmonella typhimurium son proteínas triméricas que penetran ambas capas de la membrana externa (figura 2-18). Éstas forman poros relativamente inespecíficos que permiten la libre difusión de solutos hidrofílicos pequeños a través de la membrana. Las porinas de diferentes géneros bacterianos tienen diferentes límites de exclusión, que van desde pesos moleculares de casi 600 en E. coli y S. typhimurium a más de 3000 en P. aeruginosa.

Los miembros de un segundo grupo de proteínas de la membrana externa, que se comportan como porinas en muchas formas, se ejemplifican con LamB y Tsx. La primera es una porina inducible que también actúa como receptor para el bacteriófago lambda y que participa en la mayor parte de la difusión transmembrana de maltosa y maltodextrinas; Tsx, el receptor para el bacteriófago T6 participa en la difusión transmembrana de nucleósidos y de algunos aminoácidos. LamB permite el paso de otros solutos; sin embargo, su relativa especificidad puede reflejar debilidad en las interacciones de solutos con sitios específicos de configuración en el conducto.

La proteína OmpA es una proteína abundante en la membrana externa. Participa en la fijación de la membrana externa a la capa de peptidoglucanos y también se encuentra en el pelo sexual receptor de la conjugación bacteriana mediada por F (capítulo 7).

La membrana externa también contiene un grupo de proteínas menos abundantes que participan en el transporte de moléculas específicas, como vitamina B₁₂ y complejos de hierro-sideróforo. Muestran gran afinidad por sus sustratos y probablemente actúen como sistemas de transporte en forma de acarreadores clásicos de la membrana citoplásmica. Para el funcionamiento correcto de estas proteínas se requiere energía acoplada a través de una proteína denominada TonB. Las proteínas menores adicionales incluyen un número limitado de enzimas, entre ellas las fosfolipasas y proteasas.

En la figura 2-17 se muestra la topología de las principales proteínas de la membrana externa, basada en estudios de enlaces cruzados y análisis de relaciones funcionales. La membrana externa se conecta a la capa de peptidoglucanos y a la membrana citoplásmica. La conexión con la capa de peptidoglucanos está mediada principalmente por lipoproteínas de la membrana externa (véase adelante). Casi una tercera parte de las moléculas de lipoproteínas tienen enlace covalente con los peptidoglucanos y ayudan a mantener las estructuras juntas. Una asociación no covalente de algunas de las porinas en la capa del peptidoglucano desempeña una función menor en conectar las membranas externas con esta estructura. Las proteínas de la membrana externa se sintetizan en los ribosomas unidos a la superficie citoplásmica de la membrana celular; sin embargo, aún se desconoce la forma en que se transfieren a la membrana externa, una hipótesis sugiere que la transferencia ocurre en zonas de adhesión entre las membranas citoplásmica y externa, lo que puede observarse en la microscopia electrónica. Por desgracia, se ha demostrado que es difícil obtener evidencias firmes de la adhesión a tales áreas.

2. Lipopolisacáridos (LPS). Los LPS de las paredes celulares de bacterias gramnegativas consisten en un glucolípido complejo, denominado lípido A, el cual está unido a un polisacárido constituido por una porción central y series terminales de unidades repetidas (figura 2-19A). El lípido A se encuentra embebido en la hoja externa de la membrana a la cual se unen los LPS. Estos últimos se sintetizan en la membrana citoplásmica y se transportan a su posición exterior final. La presencia de LPS es necesaria para la función de muchas proteínas de la membrana externa.

El lípido A consiste en unidades de disacárido de glucosamina fosforilada a la cual se unen varios ácidos grasos de cadena larga (figura 2-19). El ácido β-hidroximirístico es un ácido graso de 14 carbonos que siempre está presente y es característico de este lípido; los otros ácidos grasos, junto con sus grupos sustitutos de fosfatos, varían de acuerdo al género bacteriano.

En la figura 2-19A y B se muestra la región central del polisacárido; éste es similar en la mayor parte de los géneros de bacterias gramnegativas que tienen LPS e incluyen dos azúcares característicos, el ácido cetodesoxioctanoico (KDO, ketodeoxyoctanoic acid) y una heptosa. Sin embargo, cada género bacteriano contiene una unidad de repetición singular y en la figura 2-19A se muestra la que se encuentra en bacterias del género Salmonella. Las unidades de repetición por lo común son disacáridos, tetrasacáridos o pentasacáridos lineales o ramificados. Las unidades de repetición se conocen como antígeno O. Las cadenas de carbohidratos hidrofílicos del antígeno O cubren la superficie bacteriana y excluyen los compuestos hidrófobos.

Las moléculas de LPS con carga negativa forman enlaces no covalentes por medio de cationes divalentes (p. ej., Ca²⁺ y Mg²⁺); esto estabiliza la membrana y proporciona una barrera para las moléculas hidrófobas. El retiro de los cationes divalentes con sustancias quelantes o por el desplazamiento con antibióticos policatiónicos, como las polimixinas y aminoglucósidos, hacen permeable la membrana externa a las moléculas hidrófobas grandes.

Los LPS que son extremadamente tóxicos para los animales se denominan endotoxinas de bacterias gramnegativas porque se encuentran firmemente unidas a la superficie celular y se liberan sólo cuando las células sufren lisis. Cuando los LPS se desdoblan en polisacáridos y lípido A, toda la toxicidad se relaciona con este último. El antígeno O es muy inmunógeno en animales vertebrados. Se confiere especificidad antigénica por el antígeno O porque éste es muy variable entre las especies e incluso en cepas de una misma especie. El número de posibles tipos antigénicos es muy grande: solamente de Salmonella se han identificado más de 1 000. No todas las bacterias gramnegativas tienen LPS en la membrana externa compuesta por números variables de unidades repetidas de oligosacáridos (figura 2-19); los glucolípidos de la membrana externa de las bacterias que colonizan las superficies mucosas (p. ej., Neisseria meningitidis, N. gonorrhoeae, Haemophilus influenzae y Haemophilus ducreyi) poseen glucanos relativamente cortos, ramificados. Estos glucolípidos más pequeños se han comparado con las estructuras truncadas de LPS de “tipo R”, que carecen de antígeno O y que son producidos por mutantes de bacterias entéricas como E. coli. Sin embargo, sus estructuras semejan más estrechamente aquellas de los glucoesfingolípidos de las membranas celulares de mamíferos y que se denominan de manera más apropiada como lipooligosacáridos (LOS, lipooligosaccharides). Tales moléculas muestran diversidad antigénica y estructural incluso en una sola cepa. Los lipooligosacáridos son un factor importante de virulencia. Se han identificado epítopos en todos los LOS que simulan estructuras del hospedador y que pueden permitir que estos microorganismos eviten la respuesta inmunitaria del hospedador. Algunos LOS (p. ej., los de N. gonorrhoeae, N. meningitidis y H. ducreyi) poseen residuos de N-acetillactosamina (Galβ-1→4-GlcNAc) que son similares desde el punto inmunoquímico a los precursores del antígeno i de los eritrocitos humanos. En presencia de una enzima bacteriana denominada sialiltransferasa y sustrato bacteriano o del hospedador (ácido monofosfo-N-acetilneuramínico-citidina; CMP-NANA) los residuos de N-acetillactosamina se encuentran sialilados. Este proceso ocurre in vivo y proporciona a los microorganismos en el entorno ventajas de simulación molecular con los antígenos del hospedador y hay un ocultamiento biológico a través del ácido siálico presente.

3. Lipoproteínas. Las moléculas poco comunes de lipoproteínas unen la membrana externa con las capas de peptidoglucanos (figura 2-17). Las lipoproteínas contienen 57 residuos de aminoácidos y constituyen repeticiones de secuencias de 15 aminoácidos; presentan enlaces peptídicos con residuos de DAP de las cadenas laterales de tetrapéptidos de peptidoglucanos. El componente lipídico consiste de tioéter de diglicérido unido a un residuo de cisteína terminal que forma un enlace no covalente con la membrana externa. Las lipoproteínas son la proteína más abundante desde el punto de vista numérico en las células gramnegativas (casi 700 000 moléculas por célula). Su función (que se infiere por la conducta de células mutantes que carecen de ellas) es estabilizar la membrana externa y fijarla a la capa de peptidoglucano.

4. Espacio periplásmico. El espacio entre las membranas interna y externa, conocido como espacio periplásmico contiene la capa de peptidoglucano y una solución de proteínas que se comporta como un gel. El espacio periplásmico representa casi 20 a 40% del volumen celular, lo que de ninguna manera es insignificante. Las proteínas periplásmicas incluyen proteínas fijadoras de sustratos específicos (p. ej., aminoácidos, azúcares, vitaminas y iones), enzimas hidrolíticas (p. ej., fosfatasa alcalina y 5′-nucleotidasa) que se desdoblan en sustratos no transportables hacia otros transportables además de incluir enzimas destoxificadoras (p. ej., lactamasa β y fosforilasa de aminoglucósidos) que inactivan ciertos antibióticos. El espacio periplásmico también contiene altas concentraciones de polímeros muy ramificados de d-glucosa con ocho a 10 residuos de longitud que han sustituido en varios sitios con fosfato de glicerol y residuos de fosfatidiletanolamina; algunos contienen ésteres de O-succinilo. Tales compuestos denominados oligosacáridos derivados de la membrana parecen participar en la regulación osmótica, porque las células que crecen en medios con baja osmolaridad incrementan su síntesis de estos compuestos en 16 veces.

D. Pared celular de bacterias acidorresistentes

Algunas bacterias, entre las que sobresale el bacilo tuberculoso (M. tuberculosis) y bacterias relacionadas poseen paredes celulares que contienen grandes cantidades de ceras, que consisten de hidrocarbonos ramificados complejos (con longitudes de 70 a 90 carbonos) conocidos como ácidos micólicos. La pared celular está compuesta de peptidoglucanos y una bicapa lipídica asimétrica externa; la hoja interna contiene ácidos micólicos unidos a arabinoglucanos y la hoja externa contiene otros lípidos extraíbles. Es una bicapa lipídica muy ordenada, en la cual las proteínas se encuentran embebidas formando poros llenos de agua a través de los cuales pasan con lentitud ciertos fármacos y nutrientes. Algunos compuestos también pueden penetrar los dominios lipídicos de la pared celular, aunque con gran lentitud. La estructura hidrófoba confiere a estas bacterias resistencia a muchos compuestos químicos como detergentes y ácidos fuertes. Si se introduce un colorante en estas células por un proceso de calentamiento breve o el tratamiento con detergentes, no puede eliminarse con la aplicación de ácido clorhídrico diluido, como ocurre con otras bacterias. Dichos microorganismos se denominan acidorresistentes. La permeabilidad de la pared celular a las moléculas hidrofílicas es de 100 a 1 000 veces inferior que para E. coli, lo que puede explicar la tasa de crecimiento lenta de las micobacterias.

E. Pared celular de las arqueobacterias

Las arqueobacterias no poseen paredes celulares como las bacterias. Algunas poseen una capa S simple (véase adelante) a menudo constituida por glucoproteínas. Algunas arqueobacterias tienen pared celular rígida compuesta de polisacáridos o de un peptidoglucano conocido como seudomureína. Esta última difiere de los peptidoglucanos de las bacterias porque tiene aminoácidos levógiros (L⁻) en lugar de aminoácidos dextrógiros (D⁻) y unidades de disacáridos con enlaces α-1→3 en vez de β-1→4. Las arqueobacterias que tienen una pared celular de seudomureína son grampositivas.

F. Capas superficiales cristalinas

Muchas bacterias, tanto grampositivas, gramnegativas y arqueobacterias, poseen una capa bidimensional de subunidades cristalinas con disposición en entramado formada por proteínas o glucoproteínas (capa S) como los componentes más externos de la envoltura celular. En bacterias grampositivas y gramnegativas esta estructura en ocasiones tiene el grosor de varias moléculas. En algunas arqueobacterias sólo existe una capa externa a la membrana celular.

Las capas S por lo general están compuestas por una molécula proteínica de un solo tipo, en ocasiones con carbohidratos unidos a ésta. Las moléculas aisladas son capaces de ensamblarse a sí mismas, es decir forman hojas similares o idénticas a las que presentan las células. Las proteínas de la capa S son resistentes a las enzimas proteolíticas y a los agentes desnaturalizadores de proteínas. La función de la capa S es incierta pero probablemente sea protectora. En algunos casos se ha demostrado que protege a la célula de las enzimas que degradan la pared celular, de la invasión por Bdellovibrio bacteriovorous (una bacteria depredadora) y de bacteriófagos. También participan en la conservación de la forma celular en algunas especies de arqueobacterias y pueden participar en la adhesión celular a las superficies epidérmicas del hospedador.

G. Enzimas que atacan la pared celular

El enlace β1→4 de la estructura básica de los peptidoglucanos sufre hidrólisis por acción de la enzima lisozima (figura 2-15), que se encuentra en las secreciones animales (lágrimas, saliva, secreciones nasales), así como en la clara del huevo. En bacterias grampositivas tratadas con lisozimas en medios de lisis con baja concentración osmótica, si la fuerza osmótica del medio de cultivo se incrementa para equilibrarla con la presión osmótica interna de la célula, se liberan cuerpos esféricos conocidos como protoplastos. La membrana externa de las paredes celulares de bacterias gramnegativas evita el acceso de las lisozimas a menos que haya alteración por agentes como ácido etilendiaminotetraacético (EDTA), un compuesto que causa quelación de cationes divalentes; en medios de cultivo protegidos desde el punto de vista osmótico, las células tratadas con EDTA-lisozimas dan origen a esferoplastos que aún poseen residuos de complejos de pared celular gramnegativa, lo que incluye la membrana externa.

Las bacterias por sí mismas poseen varias autolisinas, enzimas hidrolíticas que desdoblan a los peptidoglucanos, lo que incluye muramidasas, glucosaminidasas, en repetidas asas y carboxipeptidasas. Tales enzimas catalizan el recambio o desdoblamiento de peptidoglucanos en bacterias; además, se presume que participan en el crecimiento de la pared celular y en el recambio y separación celulares, pero su actividad es más aparente durante la disolución de células muertas (autólisis).

Las enzimas que degradan la pared celular bacteriana también se encuentran en células que digieren la totalidad de la bacteria, por ejemplo protozoarios y células fagocíticas de animales superiores.

H. Crecimiento de la pared celular

Para la división celular es necesaria la síntesis de la pared celular; sin embargo, la incorporación de nuevo material de la pared celular varía con la forma de la bacteria. Las bacterias en forma de bacilos (p. ej., E. coli, Bacillus subtilis) tienen dos modos de síntesis de la pared celular; se introducen nuevos peptidoglucanos con un patrón helicoidal, lo que da origen a la formación de un tabique de división. Los cocos como S. aureus no parecen sufrir un modo de elongación para la síntesis de la pared celular. En su lugar se insertan nuevas moléculas de peptidoglucano en el sitio de división. Una tercera forma de crecimiento de la pared celular se ejemplifica con S. pneumoniae, que no es un verdadero coco, porque su forma no es completamente redonda, sino que tiene un aspecto ligeramente ovalado. S. pneumoniae sintetiza nueva pared celular al nivel del tabique, pero también en la región denominada anillos ecuatoriales (figura 2-20).

I. Protoplastos, esferoplastos y formas L

La eliminación de la pared bacteriana puede lograrse con hidrólisis con lisozimas o al bloquear la síntesis de peptidoglucano con un antibiótico como penicilinas. En los medios de cultivo con protección osmótica, tales tratamientos liberan protoplastos en las células bacterianas grampositivas y esferoplastos de las gramnegativas (los esferoplastos retienen la membrana externa y peptidoglucano retenido).

Si tales células son capaces de crecer y dividirse, se denominan formas L; éstas son difíciles de cultivar, por lo común requieren un medio de cultivo sólido con agar, además de encontrarse en un medio con la concentración osmótica adecuada. Las formas L se producen con mayor facilidad con la administración de penicilina que con lisozimas, lo que sugiere la necesidad de peptidoglucanos residuales.

Algunas formas L pueden cambiar a su forma basilar normal al eliminar el estímulo inductor. Así, son capaces de reiniciar la síntesis normal de la pared celular. Otras son estables y nunca presentan reversión. El factor que determina su capacidad para la reversión puede, de nuevo, ser la presencia de peptidoglucano residual, el cual en condiciones normales actúa como cebador para su propia biosíntesis.

Algunos géneros bacterianos producen formas L de manera espontánea. La formación espontánea o inducida por antibióticos de formas L en el hospedador puede producir infecciones crónicas, en la cual los microorganismos persistentes son secuestrados en regiones protegidas del cuerpo. Como las infecciones por formas L son relativamente resistentes al tratamiento con antibióticos, constituyen problemas especiales en la quimioterapia. Su reversión a la forma basilar puede producir recaídas de infecciones evidentes.

J. Micoplasmas

Los micoplasmas son bacterias que carecen de pared y que no contienen peptidoglucano (figura 25-1). Hay también arqueobacterias carentes de pared, pero se les ha estudiado menos. El análisis genómico coloca los micoplasmas cerca de las bacterias grampositivas, a partir de las cuales se derivaron. Los micoplasmas carecen de un sitio de acción para los fármacos antimicrobianos que inhiben la síntesis de la pared celular (p. ej., penicilinas y cefalosporinas) y por lo tanto son resistentes a tales fármacos. Algunos micoplasmas causantes de neumonía, como Mycoplasma pneumoniae, contienen esteroles en su membrana. La diferencia entre las formas L y los micoplasmas es que es posible la síntesis de mureína, por lo que las formas L pueden adquirir nuevamente su forma original de bacterias, lo que nunca ocurre con los micoplasmas.

Cápsula y glucocáliz

Muchas bacterias sintetizan grandes cantidades de polímeros extracelulares cuando crecen en sus ambientes naturales. Con una excepción conocida (cápsulas de ácido poli-d-glutámico de Bacillus anthracis y Bacillus licheniformis), el material extracelular es un polisacárido (cuadro 2-2). Los términos cápsula y capa mucilaginosa con frecuencia se utilizan para describir capas de polisacáridos; también se utiliza el término más incluyente, glucocáliz que se define como el material que se encuentra fuera de la célula y que contiene polisacáridos. Una capa condensada, bien definida que rodea en forma estrecha a la célula y que excluye partículas, como la tinta china, se conoce como cápsula (figura 2-21). Si el glucocáliz tiene una asociación laxa con la célula y no excluye partículas, se le denomina capa mucilaginosa. Los polímeros extracelulares son sintetizados en la superficie de la célula bacteriana. Por ejemplo, Streptococcus mutans utiliza dos enzimas (glucosiltransferasa y fructosiltransferasa) para la síntesis de dextranos de cadena larga (poli-d-glucosa) y levanos (poli-d-fructosa) a partir de sacarosa. Estos polímeros se denominan homopolímeros. Los polímeros que contienen más de un tipo de monosacáridos se denominan heteropolímeros.

La cápsula contribuye a la capacidad de invasión de la bacteria patógena; las células encapsuladas están protegidas de la fagocitosis a menos que estén cubiertas con anticuerpos anticapsulares. El glucocáliz participa en la adhesión bacteriana a las superficies en su entorno, lo que incluye células hospedadoras vegetales y animales. Por ejemplo, S. mutans posee la capacidad para adherirse estrechamente al esmalte de los dientes por medio de su glucocáliz. Las células bacterianas de la misma o de diferentes especies permanecen atrapadas en el glucocáliz, donde forman una capa conocida como placa dental; los productos ácidos excretados por estas bacterias causan caries dental (capítulo 10). La participación esencial del glucocáliz en este proceso y su formación a partir de sacarosa explican la correlación de la caries dental con el consumo de sacarosa en seres humanos. Como las capas de polisacáridos externas se unen a una cantidad significativa de agua, la capa de glucocáliz puede participar en la resistencia a la desecación.

Flagelos

A. Estructura

Los flagelos bacterianos son apéndices fusiformes compuestos en su totalidad por proteína, con un diámetro de 12 a 30 nm. Son órganos de locomoción para las estructuras que los poseen. Se conocen tres tipos de disposición: monótrico (flagelo polar único), lofótrico (múltiples flagelos polares) y perítrico (flagelos distribuidos sobre la totalidad de la célula). En la figura 2-22 se ilustran los tres tipos.

Un flagelo bacteriano está constituido por varios miles de moléculas de subunidades proteínicas denominadas flagelina. En unos cuantos microorganismos (p. ej., caulobacter) los flagelos están compuestos por dos tipos de flagelina, pero en la mayor parte de los casos sólo se encuentra un tipo. El flagelo se forma por la agregación de subunidades a una estructura de forma helicoidal. Si los flagelos se eliminan por agitación mecánica de una suspensión de bacterias, con rapidez se forman nuevos flagelos por la síntesis, agregación y extrusión de subunidades de flagelina; la motilidad se restablece en 3 a 6 min. La flagelina de diferentes géneros bacterianos probablemente difiera de otra en cuanto a su estructura primaria. Son muy antigénicas (antígeno H) y algunas de las respuestas inmunitarias a la infección se dirigen contra estas proteínas.

Los flagelos se unen al cuerpo celular bacteriano por una estructura compleja formada por un gancho y un cuerpo basal. El gancho es una estructura curvada corta que parece actuar como articulación universal entre el motor en la estructura basal y el flagelo. Los cuerpos basales cuentan con un grupo de anillos, un par en las bacterias grampositivas y dos pares en las bacterias gramnegativas. En la figura 2-23 se muestra un diagrama interpretativo de la estructura de los gramnegativos; los anillos con las letras L y P se encuentran ausentes en las células grampositivas. La complejidad del flagelo bacteriano se hace evidente por estudios genéticos, los cuales muestran que más de 40 productos génicos participan en el ensamble y función de tales estructuras.

Los flagelos se elaboran en forma escalonada (figura 2-23). En primer lugar se ensambla el cuerpo basal y se inserta en la envoltura celular. A continuación se añade el gancho y por último el filamento se ensambla en forma progresiva por la adición de subunidades de flagelina a su punta de tamaño cada vez mayor. Las subunidades de flagelina son expulsadas a través de un conducto central hueco en el flagelo y cuando alcanzan la punta, se condensan con las moléculas predecesoras, lo que permite que el filamento se haga más largo.

B. Motilidad

Los flagelos bacterianos son rotores helicoidales semirrígidos que imparten movimiento de rotación a la célula. Esta rotación funciona por el flujo de protones dentro de la misma, siguiendo el gradiente de concentración producido por una bomba de protones primaria (véase revisión anterior); en ausencia de una fuente de energía metabólica, puede funcionar por la fuerza de desplazamiento de protones generada por ionóforos. Las bacterias que viven en entornos alcalinos (alcalófilas) utilizan la energía del gradiente del sodio (en lugar del gradiente de protones) para hacer funcionar el motor flagelar (figura 2-24).

Todos los componentes del motor flagelar se ubican en la envoltura celular. Los flagelos unidos a una envoltura celular aislada y sellada rotan normalmente cuando el medio contiene un sustrato apropiado para la respiración o cuando se establece un gradiente de protones por medios artificiales.

Cuando una bacteria perítrica se desplaza, los flagelos se asocian para formar un mechón posterior que favorece el desplazamiento de la célula en línea recta mediante la rotación en sentido contrario a las manecillas del reloj. En intervalos los flagelos invierten su dirección de rotación y sufren una disociación transitoria, ocasionando que la célula dé volteretas hasta que de nuevo se restablece el desplazamiento, con dirección aleatoria. Esta conducta hace posible la propiedad de la quimiotaxia; una célula que se desplaza de la fuente de un compuesto químico atrayente sufre una voltereta y se reorienta más a menudo de lo que ocurriría si se desplazara hacia la sustancia que causa la atracción, lo que da origen a un desplazamiento neto de la célula hacia el sitio de origen de la sustancia atrayente. La presencia de un atrayente químico (como un carbohidrato o aminoácido) es percibido por receptores específicos ubicados en la membrana celular (en muchos casos el mismo receptor también participa en el transporte de membrana de dicha molécula). Las células bacterianas son demasiado pequeñas para detectar la existencia de un gradiente químico espacial (es decir, un gradiente entre dos polos); los experimentos muestran que detecta gradientes temporales, esto es, concentraciones que disminuyen con el paso del tiempo durante el cual la célula se aleja de la fuente de atracción y que se incrementa con el tiempo durante el cual la célula se desplaza hacia dicha fuente.

Algunos compuestos actúan como repelentes en lugar de atrayentes. Un mecanismo por el cual las células responden a las sustancias atrayentes y repelentes implica la metilación mediada por cGMP y la desmetilación de proteínas específicas en la membrana. Las sustancias atrayentes causan una inhibición transitoria de la desmetilación de estas proteínas, en tanto que los repelentes estimulan su desmetilación.

El mecanismo por el cual un cambio en la conducta celular ocurre en respuesta a un cambio en el entorno se denomina transducción sensorial; dicho fenómeno es causante de la quimiotaxia y de la aerotaxis (movimiento hacia la concentración óptima de oxígeno), fototaxis (movimiento de las bacterias fotosintéticas hacia las fuentes luminosas) y taxis aceptora de electrones (movimiento de las bacterias respiratorias hacia aceptores electrónicos alternativos, como nitrato y fumarato). En estas respuestas, al igual que la quimiotaxia, el desplazamiento neto depende de la regulación de la respuesta a las volteretas.

Pilosidades (fimbrias)

Muchas bacterias gramnegativas poseen apéndices superficiales rígidos denominados pilosidades (“pelos L”) o fimbrias (“flecos L”). Son más cortos y más finos que los flagelos y al igual que éstos, se componen por subunidades proteínicas estructurales denominadas pilinas. Algunas pilosidades contienen un tipo único de pilina en tanto que otras tienen más de una. Las proteínas menores denominadas adhesinas se ubican en la punta de las pilosidades y participan en sus propiedades de unión. Pueden distinguirse dos clases: pilosidades ordinarias, que participan en la adhesión de bacterias sintéticas y patógenas con las células del hospedador y pilosidades sexuales, que participará en el mecanismo de unión de células donadas y receptoras para la conjugación bacteriana (capítulo 7). En la figura 2-25 se ilustran las pilosidades en las cuales la pilosidad sexual ha sido cubierta por una partícula fagocítica para la cual cuentan con receptores específicos.

La motilidad a través de pilosidades es completamente diferente del movimiento flagelar. Las moléculas de pilina muestran disposición helicoidal para formar un cilindro recto que no rota y que carece de un cuerpo basal completo. Su punta se adhiere fuertemente a superficies distantes a la célula. Más tarde, las pilosidades sufren despolimerización desde el extremo interno y de esta forma sufren retracción al interior de la célula. El resultado es que la bacteria se mueve en la dirección en que se adhiere la punta. Este tipo de movimiento superficial se denomina fasciculaciones y se observa a menudo en bacterias con pilosidades. A diferencia de los flagelos, las pilosidades crecen desde el interior de la célula hacia el exterior.

La virulencia de ciertas bacterias patógenas depende de la producción de toxinas y también de “antígenos de colonización”, los cuales son pilosidades ordinarias que proporcionan a las células propiedades de adhesión. En cepas de E. coli enteropatógena, las enterotoxinas y los antígenos de colonización (pilosidades) tienen determinación genética a través de plásmidos transmisibles, como se menciona en el capítulo 7.

En los estreptococos que son un grupo de cocos grampositivos, las fimbrias son el sitio principal para la ubicación del antígeno de superficie, la proteína M. El ácido lipoteicoico relacionado con estas fimbrias es causante de la adhesión de los estreptococos del grupo A a las células epiteliales del hospedador.

Las pilosidades de diferentes bacterias son distintas desde el punto de vista antigénico y desencadenan la formación de anticuerpos por el hospedador. Los anticuerpos contra las pilosidades de una especie bacteriana no evitan la unión de otra especie. Algunas bacterias (capítulo 21), como N. gonorrhoeae son capaces de producir pilosidades con diferentes tipos antigénicos (variación antigénica) y por lo tanto pueden adherirse a las células aun en presencia de anticuerpos contra su velocidad original. Al igual que las cápsulas, las pilosidades inhiben la capacidad fagocítica de los leucocitos.

Endosporas

Miembros de varios géneros bacterianos son capaces de formar endosporas (figura 2-26). Las dos más comunes son bacilos grampositivos: los anaerobios obligados del género Bacillus y los anaerobios obligados del género Clostridium. Otras bacterias que se sabe forman endosporas son Thermoactinomyces, Sporolactobacillus, Sporosarcina, Sporotomaculum, Sporomusa y Sporohalobacter. Dichos microorganismos sufren un ciclo de diferenciación en respuesta a condiciones ambientales: el proceso, denominado esporulación, es desencadenado por el casi agotamiento de varios nutrientes (carbono, nitrógeno o fósforo). Cada célula forma una espora interna única que es liberada cuando la célula madre sufre autólisis. La espora es una célula en reposo, muy resistente a la desecación, al calor y a los compuestos químicos; cuando se encuentra en condiciones nutricionales favorables y se activa (véase adelante) la espora germina para producir una célula vegetativa.

A. Esporulación

El proceso de esporulación inicia cuando las condiciones nutricionales se tornan poco favorables, hay casi agotamiento de las fuentes de nitrógeno o de carbono (o ambas), lo que constituye los factores más significativos. La esporulación ocurre masivamente en cultivos que han terminado su crecimiento exponencial como consecuencia del casi agotamiento de los nutrientes.

La esporulación implica la producción de muchas estructuras, enzimas y metabolitos nuevos junto con la desaparición de varios componentes de la célula vegetativa. Estos cambios representan un verdadero proceso de diferenciación; se activa una serie de genes cuyos productos determinan la formación y composición final de la espora. Tales cambios implican alteraciones en la especificidad transcripcional de la polimerasa de RNA, que depende de la asociación de la proteína central de polimerasa con una u otra proteína promotora específica denominada factor sigma. Durante el crecimiento vegetativo, predomina un factor sigma designado como σ^A. Más tarde, durante la esporulación se forman otros cinco factores sigma que causan la expresión de varios genes de la espora a diferentes tiempos en ubicaciones específicas.

La secuencia de eventos en la esporulación es sumamente compleja: la diferenciación de una célula vegetativa de B. subtilis en una endospora tarda casi 7 h en condiciones de laboratorio. Distintos eventos clínicos y morfológicos ocurren en etapas secuenciales del proceso. Se han identificado siete etapas diferentes.

Desde el punto de vista morfológico, la esporulación inicia con la formación de un filamento axil (figura 2-27). El proceso continúa con el plegamiento de la membrana de forma que se produce una doble membrana cuyas superficies corresponden a la superficie de síntesis de la pared celular de la envoltura celular. Los puntos de crecimiento se desplazan de manera progresiva hacia el polo de la célula de forma que pueda englobar la espora en formación.

Las dos membranas de la espora inician la síntesis activa de capas especiales que formarán la envoltura celular: la pared de la espora y la corteza que se encuentran fuera de las membranas en aposición. En el nuevo citoplasma aislado muchas enzimas de la célula vegetativa sufren degradación y son sustituidas por un grupo de constituyentes singulares para la espora.

B. Propiedades de las endosporas

1. Región central. La región central es el protoplasto de la espora. Contiene un núcleo completo (cromosomas), todos los componentes del aparato de síntesis de proteínas y el sistema productor de energía que depende de la glucólisis. Se carece de citocromos incluso en especies aerobias y por lo tanto las esporas dependen de una vía de transporte de electrones acortada que incluye flavoproteínas. Varias enzimas de células vegetativas se incrementan en cantidad (p. ej., alanina racemasa) y se forman varias enzimas singulares (p. ej., sintetasa de ácido dipicolínico). Las esporas no contienen nucleótidos de piridinas reducidos o ATP. La energía para la germinación se almacena en forma de 3-fosfoglicerato en lugar de almacenarse como ATP.

La resistencia al calor de las esporas se debe en parte a su estado de deshidratación y a la presencia de grandes cantidades de dipicolinato cálcico en la región central (5 a 15% del peso seco de la espora) que se forma a partir de un intermediario de la vía biosintética de glicina (figura 6-19). En alguna forma que aún no se comprende por completo, estas propiedades causan la estabilización de las enzimas de la espora, la mayor parte de las cuales muestran labilidad normal al calor cuando se aíslan en forma soluble.

2. Pared de la espora. La capa más interna que rodea la membrana interna de la espora se denomina pared de la espora. Contiene peptidoglucano normal y se convierte en la pared celular de la célula vegetativa en germinación.

3. Corteza. Es la capa más gruesa de la envoltura de la espora. Contiene un tipo inusual de peptidoglucano, con muchos menos enlaces cruzados de los que se encuentran en el peptidoglucano de la pared celular. El peptidoglucano de la corteza es extremadamente sensible a las lisozimas y su autólisis participa en la germinación de la espora.

4. Cubierta. La cubierta se compone de proteínas similares a la queratina que contienen muchos enlaces disulfuro intramoleculares. La impermeabilidad de esta capa confiere a las esporas su relativa resistencia a los agentes químicos antibacterianos.

5. Exosporio. El exosporio está compuesto por proteínas, lípidos y carbohidratos. Consiste de una capa basal paracristalina y una región externa con aspecto piloso. La función del exosporio es poco clara. Las esporas de algunos microorganismos del género Bacillus (p. ej., B. anthracis y B. cereus) poseen un exosporio, en tanto que microorganismos de otros géneros (p. ej., B. atrophaeus) poseen esporas que carecen de esta estructura.

C. Germinación

El proceso de germinación ocurre en tres etapas: activación, inicio y retoño.

1. Activación. La mayor parte de las endosporas no pueden germinar de inmediato después de su formación. Pueden germinar después de que han permanecido en reposo por varios días o cuando se activan por primera vez en un medio rico en nutrientes por uno u otro agente que daña la cubierta de la espora. Entre los agentes que pueden activar a una espora en reposo se encuentran el calor, abrasión, acidez y compuestos que contienen grupos sulfhidrilo libres.

2. Inicio. Después de activada, una espora iniciará la germinación si las condiciones ambientales son favorables. En diferentes especies han evolucionado receptores que reconocen diferentes efectores como sistema de señalización en un entorno rico en nutrientes: así la etapa de inicio es desencadenada por l-alanina en una especie y por adenosina en otra. La unión del efector activa una autolisina que degrada con rapidez la corteza de peptidoglucano. Se capta agua, se libera el dipicolinato cálcico y diversos constituyentes de la espora sufren degradación por enzimas hidrolíticas.

3. Proliferación. La degradación de la corteza y de las capas externas da origen al surgimiento de una nueva célula vegetativa que consiste de protoplastos de espora con su pared circundante. Se continúa con un periodo de biosíntesis activa que concluye con la división celular, y se conoce como etapa de proliferación; para que se lleve a cabo ésta es necesario el suministro de todos los nutrientes esenciales para el crecimiento celular.

TINCIÓN

Los colorantes sufren combinación química con el protoplasma de la bacteria; si la célula no está muerta, el proceso de tinción la destruye; por lo tanto, tal proceso es drástico y puede producir artefactos.

Los colorantes utilizados a menudo son sales. Los colorantes básicos consisten de cationes teñidos con un anión incoloro (p. ej., cloruro^– de azul de metileno⁺); ocurre lo contrario con los colorantes ácidos (p. ej., eosinato^– de sodio⁺). Las células bacterianas son ricas en ácidos nucleicos y portan cargas negativas en los grupos fosfato. Ésta se combina con las cargas positivas de los colorantes básicos. Los colorantes ácidos no tiñen a las células bacterianas y por lo tanto pueden utilizarse para teñir el material de fondo a fin de proporcionar un contraste de color (véase la sección Tinción negativa).

Los colorantes básicos tiñen las células bacterianas de manera uniforme a menos que en primer lugar se destruya el RNA citoplásmico. Sin embargo, pueden utilizarse técnicas de tinción especial para diferenciar los flagelos, cápsulas, paredes celulares, membranas celulares, gránulos, nucleoides y esporas.

Tinción de Gram

Una característica taxonómica importante de las bacterias es su respuesta a la tinción de Gram. Las propiedades de tinción de Gram parecen ser fundamentales, porque la reacción de Gram se correlaciona con muchas otras propiedades morfológicas en formas con relación filogenética (capítulo 3). Un microorganismo que en potencia es positivo para la tinción de Gram puede parecerlo sólo bajo condiciones ambientales particulares y en un cultivo joven.

Los procedimientos de tinción de Gram (capítulo 47) inician con la aplicación de un colorante básico, violeta de genciana. A continuación se aplica una solución de yodo; todas las bacterias se tiñen de color azul en este punto del procedimiento. Luego la célula se trata con alcohol. Las células grampositivas que conservan el complejo de violeta de genciana-yodo adquieren un color azul y las células gramnegativas se decoloran por completo con la adición de alcohol. Como último paso se aplica otro colorante (como rojo de safranina) de forma que las células gramnegativas decoloradas adquieran un color contrastante; las células grampositivas adquieren un color violáceo (cuadro 2-1).

La base de la reacción diferencial a la tinción de Gram es la estructura de la pared celular, como se comentó antes en este capítulo.

Tinción acidorresistente

Las bacterias acidorresistentes son aquellas que conservan la carbolfucsina (tiroxina básica disuelta en una mezcla de agua-alcohol-fenol) incluso cuando se decolora con ácido clorhídrico en alcohol. Un frotis de células sobre una laminilla se cubre con carbolfucsina y se calienta en baño María. A continuación se lleva a cabo la decoloración con la mezcla de ácido-alcohol y por último se aplica una tinción de contraste (azul o verde) (capítulo 47). Las bacterias acidorresistentes (micobacterias y algunos actinomicetos relacionados) adquieren un color rojizo en tanto que otras células adquieren el color del segundo colorante.

Tinción negativa

Este procedimiento consiste en la atención del entorno con un colorante ácido, dejando a las células incoloras. El colorante negro de nigrosina (tinta china) se utiliza a menudo. Dicho método se emplea para aquellas células o estructuras difíciles de teñir en forma directa (figura 2-21B).

Tinción de los flagelos

Los flagelos son demasiado delgados (12 a 30 nm de diámetro) para que sean visibles en el microscopio de luz. Sin embargo, su presencia y distribución pueden demostrarse al tratar las células con una suspensión coloidal inestable de sales de ácido tánico, lo que causa la precipitación intensa sobre las paredes celulares y flagelos. De esta manera, el diámetro aparente de éstos se incrementa a un tamaño tal que las tinciones subsiguientes con fucsina básica hacen visibles a los flagelos en la microscopia de luz. En la figura 2-28 se muestran células teñidas con este método.

En las bacterias perítricas los flagelos forman haces durante el movimiento y tales haces pueden tener un grosor tal que sea posible observarlos en células vivas en la microscopia de campo oscuro o de contraste de fases.

Tinción de la cápsula

La presencia de la cápsula por lo común se demuestra por procedimientos de tinción negativa o modificaciones de tales procedimientos (figura 2-21). Uno de estos métodos de “tinción de la cápsula” (método de Welch) implica el tratamiento con solución de violeta de genciana caliente seguido de un lavado con solución de sulfato de cobre. Este último se utiliza para eliminar el exceso de colorante porque las técnicas convencionales de lavado con agua causarían la disolución de la cápsula. Las sales de cobre también proporcionan color al fondo, con el resultado de que la célula y el fondo adquieren un color azul oscuro y la cápsula tiene un color azul mucho más pálido.

Tinción de nucleótidos

Los nucleótidos se pueden teñir con la tinción de Feulgen, un método específico para el DNA.

Tinción de esporas

Las esporas se observan de la manera más simple como cuerpos refringentes intracelulares (figura 2-26) en suspensiones celulares no teñidas o como áreas incoloras en células teñidas por métodos convencionales. La pared de la espora es relativamente impermeable, pero puede lograrse que el colorante penetre la espora mediante el calentamiento de la preparación. La misma impermeabilidad que sirve para evitar la decoloración de la espora después de un tratamiento con alcohol es suficiente para decolorar células vegetales. Más tarde puede aplicarse un segundo colorante. Las esporas a menudo se tiñen con verde de malaquita o carbolfucsina (figura 2-29).

División celular

La mayor parte de las bacterias se dividen por fisión binaria en dos células hijas iguales. En un medio de cultivo de bacilos, como E. coli, las células sufren elongación y más tarde forman una partición que finalmente se separa en dos células hijas. La partición se conoce como tabique y es consecuencia del crecimiento hacia el interior de la membrana citoplásmica y la pared celular a partir de direcciones opuestas hasta que se separan dos células hijas. Los cromosomas se duplican en número antes de la división y se distribuyen en cantidades iguales a las dos células hijas.

Las bacterias carecen de huso mitótico pero el tabique se forma de manera tal que separa los cromosomas de las dos células hijas, que previamente se formaron por replicación cromosómica. Esto se logra mediante la unión de los cromosomas a la membrana celular. Con base en un modelo, la finalización de un ciclo de replicación de DNA desencadena la síntesis activa de la membrana en los sitios de unión de los dos cromosomas hijos. Los cromosomas se separan por el crecimiento del tabique hacia el interior, procedimiento en el cual cada célula hija permanece con una copia.

Agrupamiento celular

Si las células permanecen transitoriamente unidas durante la división, se originan ciertas agrupaciones características. Dependiendo del plano de división y el número de divisiones a través del cual las células permanecen unidas, pueden presentarse las siguientes formas durante la replicación de cocos: cadenas (estreptococos), pares (diplococos), haces cúbicos (sarcinas) o placas planas. Los bacilos pueden formar pares o cadenas.

Después de la fisión de algunas bacterias, ocurren movimientos característicos luego de la división. Por ejemplo, un “movimiento de latigazo” puede colocar las células en posiciones paralelas; las divisiones repetidas y los movimientos de latigazo que ocurren en forma repetida dan origen a una disposición en “palizada” que es característica de los bacilos diftéricos.

• La microscopia tiene una participación muy importante en nuestros conocimientos de la estructura celular.

• Las células eucariotas se caracterizan por un núcleo rodeado por una membrana, un retículo endoplásmico, ribosomas 80S y plástidos (mitocondrias y cloroplastos). La membrana plasmática se caracteriza por la presencia de esteroles (colesterol). Las células procariotas carecen de un núcleo verdadero y son haploides. Su citoplasma contiene ribosomas 70S y no poseen mitocondrias ni cloroplastos.

• Las funciones principales de la membrana celular de las células procariotas son: 1) la permeabilidad selectiva y el transporte de solutos; 2) el transporte de electrones y la fosforilación oxidativa, en las especies aeróbias; 3) la excreción de enzimas hidrolíticas y otras proteínas; 4) tener las enzimas y moléculas acarreadoras que funcionan en la biosíntesis de DNA, polímeros de la pared celular y lípidos de la membrana; y 5) tener a los receptores y proteínas de la quimiotaxia y otros sistemas de transducción sensorial.

• La mayor parte de las bacterias se clasifica como grampositiva o gramnegativa, según su respuesta a la tinción de Gram. Las diferencias entre ambos grupos se reflejan en diferencias fundamentales de sus cubiertas celulares.

• La pared celular de los grampositivos consta de una membrana plasmática y una capa gruesa de peptidoglucano; la pared celular de los gramnegativos consta de una membrana plasmática, una capa delgada de peptidoglucano y una membrana externa que contiene lipopolisacáridos (endotoxina). El espacio entre la membrana plasmática y la membrana externa se denomina espacio periplásmico

• Muchas bacterias sintetizan grandes cantidades de polímeros extracelulares. Cuando este polímero forma una capa condensada y bien definida que rodea a la célula y excluye a las partículas como la tinta china, se le denomina cápsula. Las cápsulas son factores importantes de virulencia y protegen a la célula de la fagocitosis.

• Las estructuras de la superficie celular como pilosidades y flagelos, son importantes para su adhesión y motilidad, respectivamente.

• La formación de endosporas es una característica de los géneros Bacillus y Clostridium y se desencadena por la desaparición de nutrientes en el ambiente. Las endosporas (esporas) son células en reposo, altamente resistentes a la desecación, el calor y las sustancias químicas; cuando regresan a un ambiente nutritivo favorable y se activan, la espora germina para producir una célula vegetativa.