Capítulo 48: Principios generales del tratamiento antimicrobiano

La teoría microbiana de las enfermedades, basada en las investigaciones de Louis Pasteur y de Robert Koch, que vinculó la existencia de microorganismos específicos con enfermedades precisas (Koch, 1876; Pasteur, 1861) constituyó una revolución importante en el conocimiento humano de la Naturaleza. La quimioterapia actual tiene su cimiento en tales ideas que fueron radicales para su época. La teoría en cuestión tuvo avances considerables en el siglo XX en el que se logró identificar y definir muchos microbios patógenos y sus mecanismos para causar enfermedades, y también se introdujeron los antimicrobianos. Con el empleo de estos últimos surgieron cuestiones importantes como la administración de regímenes apropiados, la resistencia a fármacos, las interacciones farmacológicas y los efectos tóxicos.

Los antimicrobianos constituyen un gran grupo de compuestos con estructuras diversas y miles de mecanismos de acción contra bacterias, virus, hongos y parásitos; a pesar de todo, se pueden plantear algunas generalizaciones en relación con temas importantes respecto del uso de dichos fármacos. El capítulo presente revisa las clases generales de antimicrobianos, sus mecanismos de acción y de resistencia, así como los perfiles de destrucción según las clases de fármacos. También se abordan los principios de la selección del antibiótico apropiado, la dosis, el plan de administración y el tipo de antibioticoterapia. En los capítulos 49 a 59 se exponen las propiedades farmacológicas y el uso de cada categoría de antimicrobianos.

Clases y acciones de los antimicrobianos. Los microorganismos que tienen importancia médica pertenecen a cuatro categorías: bacterias, virus, hongos y parásitos. La primera clasificación general de los antibióticos se apega mucho a esta clasificación, de modo que se tienen: 1) antibacterianos, 2) antivirales, 3) antimicóticos y 4) antiparasitarios.

Dentro de cada una de estas categorías principales se subdividen los fármacos conforme a sus propiedades bioquímicas. Habría que concebir las moléculas de antimicrobianos como ligandos cuyos receptores son las proteínas de los microorganismos. El término farmacóforo introducido por primera vez por Ehrlich, define la fracción química activa del fármaco que se une al receptor microbiano. Las proteínas microbianas en las que actúa el antibiótico son componentes esenciales de reacciones bioquímicas en los microorganismos, y la interferencia en sus vías fisiológicas termina por destruirlos. En la medida en que un antimicrobiano actúe de manera específica en una proteína que no se expresa de forma extensa en otras bacterias, el fármaco tendrá un efecto relativamente selectivo como antimicrobiano. Los procesos bioquímicos que suelen inhibirse incluyen síntesis de las paredes y de las membranas en bacterias y hongos; síntesis de las subunidades ribosómicas 30s y 50s, metabolismo de ácidos nucleicos, función de topoisomerasas, proteasas, integrasas, proteínas de fusión de la cubierta de virus, síntesis de ácido fólico en parásitos y procesos de desintoxicación química también de parásitos. La clasificación de un antibiótico se basa en:

• la clase y el espectro de microorganismos que destruye

• la vía bioquímica que interfiere

• la estructura química de su farmacóforo

Los antimicrobianos son ligandos que se unen a sus blancos de acción para producir efectos, por lo que la interacción entre la concentración de ellos y el efecto en alguna población de microorganismos aún es “modelada” con el empleo de la curva estándar tipo Hill, en lo que se refiere a receptor y agonista (caps. 2 y 3), que se caracteriza por tres parámetros: la concentración inhibidora 50 o IC₅₀ (llamada también EC₅₀), que es un índice de la potencia del antimicrobiano; el efecto máximo, E_máx; y H, que es la inclinación de la curva o factor de Hill. En el tratamiento antimicrobiano a menudo la relación se expresa por un modelo sigmoideo E_máx que tiene en cuenta como cuarto parámetro el control de la población bacteriana sin tratamiento (E_con) (ecuación 48-1 y fig. 48-1), en que E es el efecto, tal como se mide por el número de microbios (carga).

Penetración de los antimicrobianos en los compartimientos anatómicos. En muchas infecciones el patógeno causa enfermedad en órganos específicos y no en todo el organismo. Además, en el interior de dichos órganos pueden infectarse sólo compartimientos patológicos específicos. Los antibióticos suelen administrarse muy lejos de estos sitios de infección, y para ser eficaz cada fármaco de ese tipo tiene que llegar al sitio en que está el patógeno, es decir, penetrar en el compartimiento infectado. Por lo tanto, al seleccionar un antimicrobiano para el tratamiento, es fundamental saber si penetra en el sitio de infección.

Por ejemplo, el antibiótico levofloxacino alcanza un índice de concentración máxima de tejido cutáneo/plasma de 1.4; líquido epitelial/plasma de 2.8, y de orina/plasma de 67 (Chow et al., 2002; Conte et al., 2006; Wagenlehner et al., 2006). En un estudio hecho en enfermos tratados con levofloxacino, los dos factores más importantes para prever buenos desenlaces clínicos y microbiológicos en ellos fueron una concentración plasmática máxima del fármaco suficiente (C_Pmáx), que tenía que alcanzar un nivel de 12 veces la concentración inhibitoria mínima (MIC) (C_Pmáx/MIC ≥12) y el sitio de infección. El índice de ineficacia del tratamiento fue de 0% en personas con infecciones de vías urinarias; de 3% en quienes tuvieron infecciones pulmonares y de 16% en sujetos con infecciones cutáneas y de partes blandas (Preston et al., 1998). Sin duda, cuanto menor fue la penetración en el compartimiento anatómico, mayor fue la posibilidad de fracaso.

La penetración de un fármaco en un compartimiento anatómico depende de las barreras físicas que la molécula debe atravesar, las propiedades químicas del fármaco y la presencia de transportadores de múltiples fármacos. Las primeras son las capas de células epiteliales y endoteliales y el tipo de uniones formadas entre tales células. La penetración a través de dicha barrera física suele guardar relación con el coeficiente de partición octanol/agua del antimicrobiano, que es un índice de sus propiedades hidrófilas o hidrófobas. Las moléculas hidrófilas se concentran en la bicapa de la membrana bilípida del microorganismo, en tanto que las moléculas hidrófilas tienden a concentrarse en la sangre, el citosol y otros compartimientos acuosos. Por eso, cuanto mayor sea el coeficiente de partición octanol/agua (P), mayor será la posibilidad de que un antimicrobiano cruce las barreras físicas impuestas por capas de células. Por el contrario, cuanto mayor carga eléctrica tenga una molécula y mayor sea su tamaño, menor será su penetración por las membranas y por otras barreras físicas (fig. 2-3).

Otra barrera la constituyen los transportadores de membrana que exportan en forma activa fármacos del compartimiento celular o hístico y lo devuelven a la sangre (cap. 5). Un ejemplo conocido es la glucoproteína P. A pesar de que el coeficiente de partición octanol/agua facilitaría la travesía de las moléculas lipófilas a través de las barreras celulares, la glucoproteína P exporta moléculas anfífilas y lipófilas sin relación estructural alguna, de 3 a 4 kDa, con lo cual la penetración no es eficaz. Entre los ejemplos de antimicrobianos que son sustratos de glucoproteínas P están los inhibidores de proteasa de VIH, el antiparasitario ivermectina, el antibacteriano telitromicina y el antimicótico itraconazol.

El sistema nervioso central (SNC) está protegido por la barrera hematoencefálica. El desplazamiento de antibióticos a través de esta barrera queda restringido por las uniones herméticas que conectan células endoteliales de las vasos cerebrales finos entre sí en el parénquima encefálico y también por transportadores proteínicos (Miller et al., 2008). Los antimicrobianos que tienen cargas polares con pH fisiológico, por lo general no penetran bien; algunos como la penicilina G son expulsados en forma activa del líquido cefalorraquídeo (LCR) y en él alcanzan concentraciones de apenas 0.5 a 5% de las que se alcanzan en el plasma. Sin embargo, la integridad de la barrera hematoencefálica disminuye durante las infecciones bacterianas activas y se abren las uniones herméticas de los capilares celulares, con lo cual aumenta en forma extraordinaria la penetración de fármacos incluso polares (Quagliarello y Scheld, 1997). Conforme es erradicada la infección y la reacción inflamatoria cede, se normaliza la penetración; como esto puede suceder cuando todavía persisten microorganismos viables en el LCR, es importante no disminuir la dosis de los fármacos a pesar de que el paciente mejore.

La penetración del fármaco en el ojo es en especial pertinente en el tratamiento de la endoftalmitis (infección e inflamación de la cavidad ocular y del tejido vecino) y de las infecciones de la retina. En términos generales, es poca la penetración del fármaco procedente del plasma a dicho compartimiento, de modo que lo habitual es la instilación directa de los antibióticos en la cavidad ocular. Sin embargo, en la endoftalmitis micótica se recomienda la administración sistémica de anfotericina B y un triazólico (Pappas et al., 2009) porque estos fármacos, y en particular los triazólicos, tienen índices de penetración suficientes en el espacio vítreo.

En personas con infecciones pulmonares como la neumonía, los fármacos deben penetrar en el líquido del epitelio, en el cual proliferan los patógenos. Entre los antibacterianos, muchos antibióticos lactámicos β tienen índices líquido epitelial/plasma pequeños (0.1-0.4:1); los macrólidos tienen un índice de 2-40:1; las fluoroquinolonas, ≥1:1; la pirazinamida, de cerca de 20:1; la isoniazida, >1:1 y la linezolida, 2.4-4.2:1 (Kiem y Schentag, 2008).

Otros compartimientos importantes en que se necesita penetración especial de los fármacos son las vegetaciones endocárdicas y la biocapa formada por bacterias y hongos en prótesis como válvulas artificiales del corazón, catéteres intravasculares colocados por tiempo prolongado, prótesis coxofemorales y dispositivos para fijación interna de fracturas de huesos. Las biocapas de bacterias y hongos son colonias de microorganismos de crecimiento lento dentro de una matriz de exopolímero. El exopolisacárido tiene carga negativa, con lo cual impide que los antibióticos con carga positiva alcancen su sitio de acción. Dicha barrera física limita la difusión de moléculas del antimicrobiano y a veces se une a ellas (Lewis, 2001). Los antibióticos, para ser eficaces contra infecciones de estos compartimientos, deben penetrar la biocapa y las barreras endoteliales.

Compartimientos farmacocinéticos. Una vez que el antibiótico penetró en el sitio de la infección, puede pasar por procesos de eliminación y distribución distintos de los que tienen lugar en la sangre. Los sitios en que difieren los perfiles de concentración/tiempo, uno del otro, son considerados compartimientos farmacocinéticos distintos, por lo que se considera que el cuerpo humano está dividido en múltiples compartimientos. Se supone que la concentración del antibiótico dentro de cada compartimiento es homogénea y si dos compartimientos poseen perfiles similares de concentración, cabría considerarlos como un solo compartimiento. Las concentraciones de antibióticos se pueden analizar si se utiliza cualquier número de dichos compartimientos y se elige el número mejor de compartimientos basado en el número mínimo de aquellos que podrían explicar de manera suficiente los hallazgos. El modelo también se define como abierto y no abierto; el primero es aquel en que el fármaco es eliminado del organismo procedente del compartimiento (como los riñones). Es necesario especificar también el orden en que se lleva a cabo dicho proceso (cap. 2): el proceso de primer orden guarda relación directa con la concentración del fármaco D o [D]¹, a diferencia del orden 0, que es independiente de [D] y refleja un proceso que está saturado en niveles ambientales de D (como la eliminación de etanol; cap. 23).

Por ejemplo, una persona tiene neumonía y el patógeno está en el líquido del epitelio pulmonar (ELF, epithelial lining fluid). El individuo ingiere un antibiótico que se absorbe del tubo digestivo (g) a la sangre o al compartimiento central (compartimiento 1) como un ingreso de primer orden. En dicho proceso, la constante de transferencia del tubo digestivo al compartimiento central se denomina constante de absorción y se le asigna la letra k_a. Luego, el antibiótico del compartimiento central es suministrado a los pulmones, en los que penetra en el ELF (compartimiento 2). Sin embargo, también penetra en otros tejidos en sentido periférico al sitio de infección, que se califican como compartimiento periférico (compartimiento 3). De ese modo, ahora son cuatro compartimientos (incluido g) y cada uno tiene su propio perfil de concentración/tiempo como se muestra en la figura 48-2. La penetración del fármaco del compartimiento 1 al 2 se basa en los factores de penetración expuestos en párrafos anteriores y se define por la constante de transferencia k₁₂. Sin embargo, el fármaco también se redistribuye del compartimiento 2 al 1, de nuevo, lo que se define por la constante de transferencia k₂₁. Un proceso similar entre la sangre y el tejido periférico origina las constantes de transferencia k₁₃ y k₃₁. El fármaco también puede ser expulsado del organismo (es decir, el sistema abierto) por los pulmones y otros tejidos periféricos (como los riñones o el hígado) con una velocidad proporcional a su concentración.

Las concentraciones del antibiótico dentro de cada compartimiento cambian con el tiempo. Los cambios en la cantidad de antibiótico de cada compartimiento que tienen lugar con el paso del tiempo se describen por medio de ecuaciones diferenciales corrientes (Gibaldi y Perrier, 1975). Si X es la cantidad de antibiótico en un compartimiento, SCL la depuración del fármaco y V_c el volumen del compartimiento central, las ecuaciones correspondientes al compartimiento de absorción (ecuación 48-2), compartimiento central (ecuación 48-3), sitio de infección o compartimiento 2 (ecuación 48-4), y compartimiento periférico (ecuación 48-5) son las siguientes:

Los modelos anteriores se han utilizado junto con la farmacocinética poblacional para describir y modelar muy diversos antimicrobianos administrados para combatir bacterias, hongos, virus y parásitos (Hope et al., 2007; Tarning et al., 2008; Wilkins et al., 2008; Zhou et al., 1999).

En años recientes, los modelos semimecanísticos han vinculado la respuesta de patógenos a las concentraciones de fármacos dentro de dichos compartimientos farmacocinéticos en modelos de enfermedad preclínica y en pacientes (Gumbo et al., 2006: Jumbe et al., 2003; Neumann et al., 1998; Pukrittayakamee et al., 2003; Talal et al., 2006). Los patógenos en el interior de uno o más de estos compartimientos están expuestos a concentraciones dinámicas del fármaco dentro de los compartimientos, como se describe en las ecuaciones 48-2 a 48-5. Puede describirse a una población de patógenos (N) como un elemento que consiste cuando menos en dos subpoblaciones, que son los microorganismos susceptibles a fármacos (N_S) y los que son resistentes a ellos (N_R). Los microorganismos se destruyen, inhiben o continúan proliferando en respuesta a la concentración del antibiótico. En el caso de algunos patógenos como los hongos y las bacterias, se supone que están en fase logarítmica de proliferación en ausencia del fármaco, y muestran un índice de crecimiento exponencial limitado por la densidad (número), de tal forma que llegarán a una fase estacionaria con una densidad máxima (número) de patógenos, la llamada POPMAX. E es una función de transporte logístico, de modo que:

en donde N es el número de patógenos (carga) en un compartimiento particular. En lo que toca a los índices o velocidades de réplica de parásitos o virus, pueden especificarse modelos exclusivos. El fármaco modificará la velocidad de proliferación de manera independiente de la destrucción, o por medio de la destrucción del patógeno. El efecto medicamentoso que es independiente de la destrucción sigue un fenómeno de cinética saturable de Michaelis-Menten (L).

en que H y IC₅₀ son los mismos descritos en la ecuación 48-1. La destrucción de microbios se basa en las concentraciones dentro del compartimiento y se le modela como un modelo M del efecto E_máx sigmoide:

en que K_kmáx es el índice de destrucción máxima. Debido a que la densidad (número) de microbios (N) es, en la práctica, un equilibrio entre la proliferación (índice de crecimiento máximo = K_gmáx) y la destrucción de microbios, en la ecuación 48-9 se describe el cambio en el número de patógenos (densidad) en función del tiempo:

La ecuación siguiente describe los cambios en la subpoblación farmacosusceptible del patógeno con el paso del tiempo y la subpoblación farmacorresistente:

La ecuación se puede tornar más completa y predictiva si se agregan los parámetros que describen el efecto del inóculo, el tiempo que tarda en aparecer el efecto microbiano (retraso) o la división de la población farmacorresistente en subpoblaciones todavía menores con base en los mecanismos moleculares de resistencia (Bulitta et al., 2009).

Farmacocinética poblacional y variabilidad de la respuesta a un fármaco. Los elementos fundamentales para los modelos que son indispensables en la farmacocinética poblacional partieron y evolucionaron de una serie de publicaciones hechas por Lewis Sheiner (Sheiner et al., 1977). ¿Cuál es la farmacocinética poblacional? Un ejemplo sencillo: cuando múltiples pacientes son tratados con la misma dosis de un fármaco, cada uno alcanzará parámetros farmacocinéticos diferentes de los demás, situación que se denomina variabilidad interpacientes. Incluso si se administra la misma dosis al mismo paciente en dos ocasiones distintas, él puede mostrar un perfil de concentración/tiempo del fármaco diferente entre las dos ocasiones, situación conocida como variabilidad entre una y otra ocasiones o “intrapaciente”. La variabilidad se refleja en el nivel de parámetros farmacocinéticos de los compartimientos, como k_a, k₁₂, k₂₁, SCL, V_c y otras más. Incluso si se administrara la dosis recomendada, es posible que el fármaco no alcance una concentración terapéutica en algunos pacientes; en otros, puede alcanzar concentraciones altas y tóxicas. Esta variabilidad puede deberse a factores que a veces son explicables, como la variabilidad genética. Además, también contribuyen a dicha variabilidad índices antropométricos como peso, talla y edad. Asimismo, la persona puede tener padecimientos coexistentes como disfunciones renales y hepáticas que pueden contribuir a la variabilidad. Las interacciones farmacológicas constituyen una fuente importante de variabilidad que puede tener consecuencias graves; suelen suceder cuando un fármaco inhibe o induce mecanismos de captación o depuración que afectan a otro medicamento (como modulación de actividades de enzimas metabólicas xenobióticas, transportadores de fármacos y mecanismos de excreción; caps. 5 y 6).

Incluso cuando se toman en consideración estos factores, queda variabilidad residual debido al ruido del cálculo, la variabilidad de los estudios y factores inexplicables. La práctica habitual de utilizar una cifra “promedio” de datos o un “conjunto de datos naturales” tiene las repercusiones de igualar los datos y no identificar subgrupos de pacientes en peligro de ineficacia terapéutica o de mayor toxicidad de un antibiótico. Por eso, es más importante comprender la propia variabilidad, su magnitud y cualquier factor que pudiera explicar parte de la variabilidad de la respuesta farmacológica, que las mediciones de una tendencia central y la dispersión correspondiente a un paciente promedio hipotético. Esta variabilidad refleja el hecho de que los patógenos en los enfermos que reciben la misma dosis del antibiótico estarán expuestos a concentraciones diferentes del fármaco, de un paciente a otro, y ello ocasionará en algunos su muerte eficaz, en tanto que en otros aparecerá resistencia.

Conocer muy bien las covariables asociadas a la variabilidad farmacocinética permite hacer un mejor ajuste de dosis, cambiar de un antibiótico a otro o modificar fármacos simultáneos.

El laboratorio de microbiología desempeña una función esencial al momento de elegir un antimicrobiano particular y no otros. En primer lugar, la identificación y el aislamiento del microorganismo patógeno tienen lugar cuando se envían al laboratorio las muestras de los pacientes. Una vez que se identifica la especie microbiana que origina la enfermedad, se puede decidir de manera racional la clase de antibióticos que podrían actuar en el paciente. En este momento el laboratorio tiene una nueva participación que consiste en practicar pruebas de susceptibilidad, medida crucial para disminuir el número de antimicrobianos que pueden utilizarse.

Millones de personas en el planeta se infectan con cepas diferentes de la misma especie de patógeno. Los procesos evolutivos hacen que cada cepa o microorganismo sea diferente, de alguna manera, de otros, de modo que cada uno poseerá una susceptibilidad particular a los antimicrobianos. Al proliferar y dividirse los microorganismos dentro del paciente pueden experimentar otras fases evolutivas entre la fecha de la infección y el momento en que se diagnostica la enfermedad. Por ejemplo, cuando las personas se infectan del VIH, se transmiten un número relativamente escaso de variantes. Sin embargo, la replicación del virus es poco exacta y tiene índices de replicación que pueden generar hasta 10¹⁰ partículas virales al día. Además, a menudo hay recombinaciones virales. Con el paso de muchos meses y con presiones inmunitarias surgen innumerables variantes.

Es muy frecuente la aparición de cuasiespecies que albergan una mutación que generará resistencia cuando menos a un fármaco, con base en factores de probabilidad en el contexto de índices altos de replicación y los números masivos de partículas virales. Por eso, la expectativa es que haya una amplia distribución de concentraciones de antimicrobianos que puedan destruir a los patógenos. A menudo dicha distribución sigue la curva de Gauss, con una inclinación que depende del ciclo en que vive el paciente. Estos factores modificarán la forma de la curva del modelo E_máx sigmoide inhibidor, descrito por la ecuación 48-1.

En el caso de cambios de susceptibilidad, la curva de E_máx sigmoide se desplaza en una o dos formas básicas. La primera es un desplazamiento a la derecha, que refleja incremento de IC₅₀, como se señala en la figura 48-3A; ello denota que ahora se necesitan concentraciones mucho más altas que antes para producir un efecto específico. Se han creado pruebas de susceptibilidad a bacterias, hongos, parásitos y virus para saber si estos desplazamientos tuvieron lugar en una magnitud suficiente para justificar el uso de dosis mayores del fármaco y con ellas alcanzar un efecto particular. El cambio en IC₅₀ puede tornarse tan grande que sea imposible superar el déficit de concentración con el aumento de la dosis antimicrobiana sin ocasionar efectos tóxicos en el enfermo. En esa fase se considera que el microorganismo es “resistente” al antibiótico particular. Un segundo cambio posible en la curva sería la disminución de E_máx (fig. 48-3B), de modo que al aumentar la dosis del antimicrobiano por encima de un límite particular no se obtendrá mayor efecto; es decir, los cambios en el microorganismo son tales que nunca podrá ser erradicado con el fármaco particular. Esto sucede porque las proteínas disponibles en que el fármaco ejerce la acción disminuyeron en número o el germen desarrolló otra vía para superar la inhibición bioquímica. Por ejemplo, el maraviroc es un antagonista alostérico no competitivo que se une al receptor CCR5 de los linfocitos CD4 para impedir la penetración del VIH en las células. La resistencia viral se produce por un mecanismo que comprende la adaptación del VIH al uso de CCR5 unido a maraviroc, lo cual ocasiona disminución de E_máx en las pruebas de susceptibilidad fenotípica (Hirsch et al., 2008).

Bacterias. En el caso de las bacterias, las pruebas de dilución utilizan antibióticos en concentraciones con diluciones seriadas, en agar sólido o en caldos que contienen un cultivo del microorganismo por identificar o “problema”. Se conoce como concentración inhibitoria mínima (MIC, minimum inhibitory concentration) a la concentración mínima del fármaco que impide la proliferación visible después de 18 a 24 h de incubación.

Los sistemas automatizados también utilizan un método de dilución en caldos. Se mide la densidad óptica del cultivo en el caldo en que está el microorganismo del paciente, incubado en presencia del fármaco. Si la densidad del cultivo excede una cifra límite de densidad óptica, entonces se produjo proliferación con esa concentración del fármaco. MIC es la concentración en que la densidad óptica permanece por debajo de dicha cifra límite.

La técnica de difusión en disco aporta información sólo cualitativa o semicuantitativa de la susceptibilidad antimicrobiana. La prueba consiste en aplicar discos de papel filtro que se obtienen en el comercio, impregnados de una cantidad específica del fármaco, a la superficie del agar sobre la cual se ha “sembrado” en estrías un microorganismo en cultivo. Después de 18 a 24 h de incubación, el laboratorista mide el tamaño de la zona clara de inhibición alrededor del disco. El diámetro de la zona depende de la actividad del fármaco contra el microorganismo en estudio o “problema”. Cifras estandarizadas que corresponden a tamaños de zonas para cada especie bacteriana y cada antibiótico permiten clasificar el microorganismo clínico como resistente o susceptible. Una variante del método de difusión en disco es la prueba del Epsilómetro o prueba E. En ella un segmento rectangular de papel impregnado de concentraciones cambiantes del antimicrobiano, por lo general 15 diluciones, se coloca en la placa de agar que tiene un inóculo importante del microorganismo en estudio. En toda esta tira de estudio larga se escriben o imprimen las concentraciones del fármaco. En ese momento se incuban los cultivos en situaciones favorables durante 24 o 48 h o 5 días, según el germen por estudiar. No se advierte proliferación con concentraciones más altas y la hay muy intensa si las concentraciones del fármaco son más bajas, de modo que se forma una zona elíptica clara que biseca la tira de estudio en la concentración inhibitoria mínima. El método tiene la ventaja de identificar una cifra de MIC real y no la división dicotómica de “susceptible” o “resistente”. Se cuenta con tiras de prueba de cientos de antibacterianos y también de algunos fármacos antimicóticos que son activos contra especies de Candida.

Para detectar la susceptibilidad, a veces se utiliza alguna reacción bioquímica o inmunológica que genera un cambio de color. Un ejemplo es la generación de resistencia a la meticilina por Staphylococcus aureus (S. aureus resistente a meticilina o MRSA [methicillin-resistant S. aureus]) por la “adquisición” de una proteína 2’ que se une a penicilina, de baja afinidad (2a) o PBP2’ (PBP2a). PBP2’ se extrae de cepas de MRSA y se mezcla el sobrenadante con un reactivo de látex con anticuerpo monoclonal contra PBP2’. La aglutinación visible que surge en 3 min denota la presencia de PBP2’, que señala la existencia de MRSA.

Hongos. En el caso de hongos que son levaduras (como Candida) los métodos para valorar la susceptibilidad son similares a los usados en bacterias. Sin embargo, las definiciones de la MIC cambian con el fármaco y el tipo de levadura, de modo que se han impuesto umbrales de disminución de 50% en la turbidez en comparación con los testigos a 24 h, u 80% a las 48 h o desaparición total de la turbidez. Se ha demostrado en forma amplia que las pruebas de susceptibilidad y MIC de triazólicos guardan relación con los resultados clínicos.

Se cuenta con pruebas estandarizadas para antimicóticos del tipo de equinocandinas y compuestos basados en anfotericina B. Sin embargo, aún no es fuerte la correlación de tales pruebas con los resultados clínicos. También se han creado pruebas de susceptibilidad para mohos, pero aún están en exploración las correlaciones clínicas. Cuando se valoran las equinocandinas contra mohos se ha adoptado terminología diferente de la usada con MIC, porque es imposible medir el número de mohos si se les cuenta uno por uno en los grupos, dado que las hifas se romperán en un número impredecible de hongos individuales cuando estén bajo la presión del antimicótico. Aún más, las equinocandinas a menudo no inhiben del todo la proliferación de mohos, sino que en vez de ello originan daño que se refleja por cambios morfológicos en las hifas. Por eso, la concentración eficaz mínima (MEC, minimum effective concentration) correspondiente a las equinocandinas es la concentración mínima del fármaco en que se observan en el estudio microscópico las hifas cortas, gruesas y muy ramificadas.

Virus. En los estudios fenotípicos de VIH, se extrae del plasma el RNA del VIH del paciente y se amplifican los genes en busca de sitios en que actuarían los antirretrovirales, como sería la transcriptasa inversa y la proteasa. Luego, se injertan los genes en un vector corriente VIH que carece de secuencias génicas análogas, para así producir un virus recombinado que se coincuba con el fármaco de interés en un análisis de viabilidad de células de mamífero (Hanna y D’Aquila, 2001; Hertogs et al., 1998; Petropoulos et al., 2000). La proliferación se compara con un virus testigo natural estandarizado. En el caso de la transcriptasa inversa de VIH, se define, por ejemplo, un incremento de IC₅₀ menor de cuatro tantos, como “sensible”; otro de cuatro a 10 tantos de IC₅₀ como “intermedio” y un incremento mayor de 10 veces, como “resistente” (Hanna y D’Aquila, 2001). Se ha usado el IC₅₀ de virus también para definir el cociente inhibidor (IQ, inhibitory quotient). Dicho cociente es la proporción entre la concentración plasmática del antiviral y su IC₅₀. El IQ fenotípico es la proporción entre la concentración plasmática mínima y el IC₅₀.

Las pruebas genotípicas son ahora parte habitual de la atención que se presta en la epidemia de VIH en muchas partes del mundo, aunque pocas veces se utilizan en entornos con pocos recursos. Las pruebas más sencillas miden la presencia de mutaciones asociadas a la pérdida de la función de un fármaco, y esta última denota que el microorganismo es “resistente” a él y es mejor no utilizarlo para tratar al paciente. La ausencia de mutación señala que el fármaco tiene una mayor posibilidad de actuar contra el patógeno. Sin embargo, hay algunas situaciones con los antirretrovirales, en las que, paradójicamente, la presencia de dichas mutaciones conduce a que se seleccione un fármaco para ser parte de un tratamiento combinado. Un famoso ejemplo es el de los inhibidores de la transcriptasa inversa, zidovudina (AZT) y lamivudina (3TC) para tratar VIH-1, en el cual una mutación en M184V que origina resistencia a 3TC, incrementa unas 10 veces la sensibilidad del virus a AZT. Por lo expuesto, a pesar de que la presencia de una mutación en un análisis genotípico sería un elemento en contra de la exclusión de algunos fármacos en un régimen, la interpretación puede ser compleja. En la práctica, una de las limitaciones del método es que quizá no sea claro el significado real de una mutación y cada médico la intérprete de manera diferente.

Parásitos. En el laboratorio se han practicado pruebas de susceptibilidad para parásitos, en especial para paludismo. Los métodos son semejantes a los que utilizan caldos para bacterias, hongos y virus. Se cultivan ex vivo especies de Plasmodium de la sangre del enfermo, en presencia de diferentes diluciones de fármacos antipalúdicos (Stepniewska et al., 2007). Se utiliza una curva de E_máx sigmoide para comparar el efecto y la concentración del medicamento y así identificar IC₅₀ y E_máx. Estas pruebas de susceptibilidad por lo general son de campo y se practican en sitios centinela que se usan para identificar si existe resistencia a un fármaco en un área particular o no la hay, y no se utilizan como técnicas habituales para tomar decisiones clínicas respecto de cada paciente. En términos generales, no se han estandarizado pruebas de susceptibilidad para parasitosis. Estas pruebas se utilizan más bien en el terreno de la investigación y no para individualizar tratamientos.

Si bien las pruebas de susceptibilidad son indispensables en la toma de decisiones, no anticipan del todo la respuesta del paciente. A diferencia de las pruebas de susceptibilidad en el laboratorio donde las concentraciones de los fármacos son estáticas por diseño, los microorganismos de los pacientes quedan expuestos a concentraciones dinámicas del medicamento. Además, los antibióticos se administran con un plan preciso (p. ej., tres veces al día), de modo que hay periodicidad en las fluctuaciones del fármaco en el sitio de la infección. Por esa razón, el microorganismo queda expuesto a un segmento o forma particular de la curva de concentración/tiempo. Harry Eagle realizó estudios con la penicilina y advirtió que la forma del perfil de concentración/tiempo constituía un factor determinante de la eficacia del antibiótico (Eagle et al., 1950), observación importante que fue ignorada hasta que William Craig et al. la descubrieron de nuevo y realizaron estudios sistemáticos de varias clases de antibióticos (Craig, 1998, 2007; Vogelman et al., 1988), lo que dio inicio a la era de la farmacocinética/farmacodinámica de antimicrobianos (PK/PD, pharmacokinetics-pharmacodynamics) (Ambrose et al., 2007; Craig, 1998).

La primera enseñanza básica se sustenta en la susceptibilidad (MIC o EC₉₀) del microorganismo al antimicrobiano. La respuesta del microorganismo a una dosis fija de un antibiótico difiere según su susceptibilidad; por ejemplo, se dice que hay resistencia a la vancomicina cuando el MIC es mayor de 2.0 mg/L. Cuando recibieron vancomicina individuos infectados por MRSA, el índice de buenos resultados fue de 61% en pacientes infectados con microorganismos o cepas que tenían MIC de 0.5 mg/L; 28%, MIC de 1.0 mg/L, y sólo 11% tuvieron MIC de 2.0 mg/L (Moise-Broder et al., 2004). Como se esperaba, los resultados fueron peores a medida que aumentaban las MIC; tal dato no debe causar sorpresa porque IC₅₀ se desplaza a la derecha con la disminución de la susceptibilidad (fig. 48-3A). El aspecto importante es que para determinar los resultados terapéuticos es importante indexar la exposición del fármaco a MIC.

En segundo lugar, la sola dosis es un índice inadecuado de la exposición al fármaco, ante la variabilidad farmacocinética interpacientes e intrapaciente. Más bien, la medición importante es la concentración real del fármaco que se alcanza en el sitio de la infección. La forma de la relación entre la concentración de antibiótico no unido a proteínas (exposición) y la destrucción microbiana, es la curva sigmoidea E_máx inhibidora, que se señala en la figura 48-1 (Craig, 2007; Craig y Kunin, 1976). La destrucción máxima en realidad es una asíntota, de modo que reciben el nombre de concentraciones “óptimas” las exposiciones al antimicrobiano que no está unido a proteína, y que aparecen con 80 a 90% de E_máx. La dosis óptima de un antibiótico para un paciente es aquella con la que se logran exposiciones de IC₈₀ a IC₉₀ en el sitio de la infección. A menudo esta exposición se puede identificar con facilidad en modelos preclínicos y aplicarla de manera directa a poblaciones de seres humanos, siempre y cuando se tengan en cuenta las diferencias entre una y otra especies en la unión a proteínas y la variabilidad farmacocinética.

En tercer lugar, la destrucción óptima de gérmenes con el antibiótico se alcanza mejor cuando se aumentan al máximo algunas formas de la curva de concentración/tiempo. Determinados esquemas posológicos aumentan al máximo el efecto antimicrobiano. Un ejemplo es un antibiótico que tiene una semivida sérica de 3 h y que se utiliza para tratar una infección hematógena por un patógeno con MIC de 0.5 mg/L, administrado con un intervalo de 24 h (es decir, una vez al día). La figura 48-4 presenta la curva de concentración/tiempo de dicho antibiótico y se exponen las definiciones de la concentración máxima (C_Pmáx), el área debajo de la curva (AUC, area under the curve) y la fracción del intervalo de administración en la cual la concentración del fármaco queda por arriba de MIC (T > MIC). El AUC mide la concentración total del fármaco y se calcula al establecer una integral entre dos puntos cronológicos que son 0 y 24 h (AUC_0-24) en este caso. Ahora, si hubiera que cambiar el plan de administración de la misma cantidad de antibiótico y dividirlo en tres fracciones iguales administradas a las 0, 8 y 16 h, cambiaría la forma de las curvas de concentración/tiempo a la que se muestra en la figura 48-4B. En vista de que se administró la misma dosis acumulada para el intervalo de 24 h, las AUC_0-24 serían similares si el fármaco se hubiera administrado una vez al día o tres veces al día. Por esta razón, en lo que toca al mismo patógeno, el cambio en el plan de dosificación no modifica AUC_0-24/MIC (o AUC _0-24/EC₉₀). Sin embargo, C_Pmáx disminuirá 33% cuando se divida la dosis total en tres partes y se administre con mayor frecuencia (fig. 48-4B). Por eso, cuando se fracciona una dosis y se administra con más frecuencia, la proporción C_Pmáx/MIC disminuye. Por el contrario, el tiempo en que la concentración del fármaco persiste por arriba de MIC (T > MIC) aumentará si el plan de administración es más frecuente, a pesar de que se administre la misma dosis acumulada. Habría que preguntarse cuál de los tres índices (AUC/MIC, C_Pmáx/MIC o T > MIC) es el más importante en lo que toca al resultado que se intenta valorar (es decir, la destrucción microbiana). Una estrategia sencilla para responder la pregunta consiste en determinar cuál de estas modalidades se acerca más a la curva perfecta E_máx sigmoide inhibidora (con base en valoraciones estadísticas de las virtudes del ajuste).

Algunas clases de antimicrobianos tienen una mayor capacidad destructiva si su concentración persiste por arriba de MIC durante lapsos más largos de los intervalos de administración, en tanto que disminuye la capacidad destructiva cuando se acortan los lapsos por arriba de MIC. En la práctica, incrementar la concentración del fármaco en más de 4 a 6 veces la MIC no intensifica la destrucción microbiana. Dos ejemplos adecuados son los antimicrobianos lactámicos β (como la penicilina) y el antimicótico 5-fluorocitosina (5-FC) (Ambrose et al., 2007; Andes y van Ogtrop, 2000). De hecho, en general hay explicaciones bioquímicas satisfactorias de este perfil de los fármacos. Sin embargo, la consecuencia clínica es que un fármaco optimizado por el esquema T > MIC debe ser administrado con más frecuencia, o si es factible, prolongar su semivida con la intervención de otros fármacos para que las concentraciones medicamentosas persistan por arriba del nivel de MIC (o EC₉₅) el mayor tiempo posible. Por tal motivo, se incrementa la eficacia de la penicilina cuando se le administra en goteo continuo. Los inhibidores de la proteasa de VIH a menudo se refuerzan con la adición de ritonavir y tal refuerzo inhibe el metabolismo de los inhibidores de proteasa por parte de CYP 3A4 y 2D6, y así se prolonga el tiempo que se logra estar por arriba de EC₉₅.

No obstante, lo más importante en el caso de algunos antimicrobianos es la concentración máxima. La persistencia de la concentración por arriba de MIC no es tan importante para estos fármacos y denota que los mismos pueden ser administrados de manera más intermitente. Los aminoglucósidos son un ejemplo importante de esta clase porque solían administrarse tres veces al día, pero son muy eficaces si se administran una sola vez al día. Estos fármacos vinculados con C_Pmáx/MIC suelen administrarse con frecuencia menor porque su efecto posantibiótico es prolongado (PAE, post-antibiotic effect). En otras palabras, el efecto persiste mucho tiempo después de que disminuyen las concentraciones del antibiótico por debajo de MIC. Un ejemplo de dicho fármaco sería la rifampicina (Gumbo et al., 2007a). La penetración de la rifampicina en Mycobacterium tuberculosis aumenta cuando se incrementa la concentración en el microentorno del bacilo, tal vez por un proceso saturable de transporte. Una vez dentro de la bacteria, el anillo macrocíclico del fármaco se une a la subunidad β de la polimerasa de RNA que depende de DNA (rpoB) para formar un complejo fármaco/enzima muy estable en 10 min, proceso que no se intensifica si se incuba por más tiempo el fármaco y la enzima (Harshey y Ramakrishnan, 1976; Wehrli et al., 1968). El PAE de la rifampicina es largo y depende de la concentración (Gumbo et al., 2007a). Esto significa que la administración de dosis combinadas de manera más intermitente (p. ej., una vez al día) aumentará al máximo el efecto de estos fármacos. Los efectos tóxicos generados por la administración intermitente pueden impedir que se usen algunos fármacos como la rifampicina, en tanto, en el caso de otros (como los aminoglucósidos) dicha administración poco frecuente en realidad hará que disminuyan los efectos tóxicos.

Existe un tercer grupo de fármacos en los que su esquema de administración no tiene efecto alguno en su eficacia, sino lo que importa es la dosis acumulada. Por eso, lo que importa más es la proporción entre la concentración total (AUC) y MIC, y no el tiempo en que persiste dicha concentración por arriba de algún nivel límite. A esta clase pertenecen los antibacterianos como la daptomicina (Louie et al., 2001). Estos fármacos también tienen PAE satisfactorio. AUC/IC₅₀ explica por qué los análogos nucleosídicos inhibidores de la transcriptasa inversa como el tenofovir y la emtricitabina se han combinado en un comprimido que se administra una vez al día para el tratamiento del SIDA.

La forma de la curva de concentración/tiempo que optimiza la supresión de la resistencia suele ser distinta de aquella que optimiza la destrucción microbiana. En muchos casos, la exposición al fármaco asociada a la supresión de resistencia es mucho mayor de la necesaria para la destrucción óptima. En realidad, debe ser esta exposición más alta la que debe alcanzarse con cada dosis en pacientes para obtener el efecto óptimo, y no EC₈₀, como se analizó antes. Sin embargo, todo lo anterior se vuelve imposible por la intensificación de la toxicidad de un fármaco cuando aumenta sus dosis. En segundo lugar, a pesar de que la relación entre la destrucción y la exposición se basa en el modelo de curva sigmoide E_máx inhibidora, datos de estudios experimentales con modelos preclínicos demuestran que el modelo no es válido para la supresión de resistencia (Gumbo, 2007b; Tam et al., 2007).

La dosis óptima debe calcularse de modo que con ella se tenga una gran probabilidad de rebasar el EC₈₀ del índice microbiano PK/PD, o índice asociado a la supresión de la resistencia, dada la variabilidad farmacocinética de la población y la distribución de MIC de cada microbio en seres humanos. La variabilidad farmacocinética poblacional permite integrar farmacogenética, medidas antropométricas y variabilidad residual en la decisión de seleccionar la dosis óptima (Gumbo, 2008). Una vez que lo anterior se alcanza, se selecciona el plan de administración con base en el hecho de si la eficacia es “impulsada” por esquemas como AUC/MIC (o AUC/EC₉₅); C_Pmáx/MIC o T > MIC. Luego se selecciona la duración del tratamiento, con base en los mejores datos disponibles.

Cuando aparece una infección, en el comienzo por lo regular los microorganismos son pocos. El grado de contaminación bacteriana aumenta al final, con la replicación del microorganismo. A veces el sistema inmunitario tiene la capacidad de eliminar la infección antes de que ocasione mayores daños. En otros casos, no queda eliminado del todo el microorganismo, sino que se esconde en las propias células del paciente y permanece inactivo, pero se reactiva cuando se deteriora en un momento futuro la función inmunitaria. En algunos individuos, el microorganismo puede vencer las defensas inmunitarias y en este caso ocasiona enfermedad. En un subgrupo de estos pacientes la enfermedad cede por sí sola. Por ejemplo, muchas de las infecciones virales de las vías respiratorias altas se resuelven en forma espontánea y es mejor no tratarlas con antimicrobianos. Sin embargo, otras necesitan de los antimicrobianos; en estos casos habrá que interrumpir su uso una vez que haya mostrado resolución el cuadro clínico. En casos especiales en que persiste algún defecto inmunitario o anatómico que originó la infección, se necesita tratamiento de supresión o de “mantenimiento”. Una forma útil de organizar los tipos y objetivos del tratamiento antimicrobiano consiste en considerar, dentro del esquema evolutivo de la enfermedad, el momento de inicio del tratamiento (fig. 48-5). El tratamiento puede ser profiláctico, presintomático, empírico, definitivo o supresor.

Tratamiento profiláctico. La profilaxis denota el tratamiento de individuos que aún no están infectados o en quienes no se ha desarrollado la enfermedad. El objetivo es evitar la infección en algunos pacientes o impedir que se desarrolle alguna enfermedad que pueda ser peligrosa en personas que ya muestran signos de la infección. Lo ideal es que un solo fármaco atóxico y eficaz logre evitar la infección con algún microorganismo específico o erradicar la infección incipiente. El principio básico en que se funda la profilaxis es el tratamiento dirigido a un blanco específico. Sin embargo, a menudo es ineficaz la profilaxis que intenta evitar la colonización o la infección por cualquier microorganismo o por todos los que están presentes en el entorno del enfermo.

La profilaxis se utiliza en sujetos con mala respuesta inmunitaria como los que tienen VIH-SIDA o los que acaban de recibir un trasplante y toman fármacos contra el rechazo del injerto. La eficacia de la profilaxis en ellos se basa en pruebas excelentes (Anonymous, 2000; DHHS Panel on Guidelines for the Prevention and Treatment of Opportunistic Infections in HIV-Infected Adults and Adolescents, 2008). En dichos grupos de pacientes se administran antiparasitarios, antibacterianos, antivirales y antimicóticos específicos con base en el perfil muy bien definido de patógenos que constituyen las causas principales de morbilidad durante la inmunodepresión. Para precisar la selección y la duración de la profilaxis se utiliza un análisis de riesgo/beneficio. La profilaxis de infecciones por oportunistas en personas con SIDA se comienza cuando el número de linfocitos CD4 es menor de 200 células/mm³. En personas que recibieron un trasplante, la profilaxis depende del tiempo transcurrido desde dicho procedimiento, que guarda relación con la intensidad del uso y el tipo de inmunodepresores. La profilaxis debe interrumpirse en individuos que evolucionan en forma satisfactoria en determinados plazos, como sería al año después del trasplante. En personas con SIDA se interrumpe la profilaxis cuando el número de linfocitos CD4 rebasa las 200 células/mm³. Entre las infecciones contra las cuales se emprenden medidas profilácticas están las causadas por Pneumocystis jiroveci, Mycobacterium avium-intracellulare, Toxoplasma gondii, especies de Candida y Aspergillus, virus citomegálico y otros Herpesviridae. En términos generales, se administran dosis del profiláctico menores que las del mismo fármaco usadas para tratamiento.

La quimioprofilaxis también se utiliza para evitar infecciones en heridas e incisiones después de varias intervenciones quirúrgicas. La infección de la incisión es consecuencia de la coexistencia de un número crítico de bacterias en la herida en el momento del cierre. Los antimicrobianos dirigidos contra los microorganismos invasores pueden disminuir el número de bacterias viables a menos del nivel crítico y, de ese modo, evitar la infección. Hay varios factores importantes para el uso eficaz y acertado de antibióticos para profilaxis operatoria. En primer lugar, debe existir actividad antimicrobiana en el sitio de incisión o herida en el momento de su cierre. Por eso, la venoclisis de la primera dosis de antimicrobiano debe comenzar en 60 min antes de hacer la incisión quirúrgica y se interrumpirá 24 h después de haber terminado la cirugía (Bratzler y Houck, 2004). En segundo lugar, el antibiótico debe mostrar actividad contra los microorganismos que con mayor probabilidad contaminarán la incisión en ese tipo de cirugía. Diversos estudios indican que la quimioprofilaxis está justificada en procedimientos quirúrgicos contaminados o sucios (p. ej., la ablación del colon) en los que es alta la incidencia de infecciones en la herida; son menos del 10% de todas las intervenciones quirúrgicas. En las operaciones limpias, que componen cerca del 75% del total, la incidencia calculada de infección de la incisión es menor del 5% y no se deben administrar antibióticos de manera habitual. Cuando la cirugía comprende la colocación de un implante protésico (como prótesis valvulares, injerto vascular o prótesis articular), cirugía de corazón o métodos neuroquirúrgicos, las complicaciones de la infección son tan drásticas que muchas autoridades aceptan que debe emprenderse quimioprofilaxis en tales situaciones.

Los pacientes expuestos al riesgo máximo de endocarditis infecciosa para los cuales se recomienda la profilaxis se dividen en cuatro grupos (Wilson et al., 2007):

• individuos que tienen en su cuerpo un material protésico para reparar una válvula de corazón o para reposición

• quienes sufrieron endocarditis infecciosa previa

• los que padecen cardiopatía congénita, como la cardiopatía cianótica no reparada, o que se encuentran en el plazo de seis meses de haber reparado el defecto cardiaco con una prótesis o que tienen defectos residuales junto al material protésico

• enfermos que acaban de recibir trasplante y tienen defectos de válvulas cardiacas

La quimioprofilaxis es razonable en estos pacientes cuando se someten a métodos odontológicos, si se produce manipulación del tejido gingival o regiones periapicales de las piezas dentales o perforación de la mucosa bucal, pero no para otras técnicas dentales. El tratamiento recomendado es una sola dosis de amoxicilina oral 30 a 60 min antes del procedimiento o ampicilina o ceftriaxona IV en personas que no están en condiciones de tomar fármacos orales. Se puede administrar un macrólido o clindamicina a enfermos alérgicos a lactámicos β. El tratamiento se puede administrar no más de 2 h después de la intervención en caso de pacientes que no recibieron los fármacos profilácticos antes del procedimiento (Wilson et al., 2007). La profilaxis también es razonable en procedimientos que se practicarán en piel y partes blandas infectadas y también en vías respiratorias infectadas, pero no en técnicas habituales de vías genitourinarias y tubo digestivo. Si se identificó el microorganismo que causó la infección, el antibiótico con fin profiláctico para pacientes que se someterán a dichos procedimientos debe dirigirse contra dicho germen.

La profilaxis puede utilizarse para proteger a personas sanas de contagio o invasión por microorganismos específicos a los que están expuestas; tal situación ha sido denominada profilaxis después de exposición. Un buen ejemplo de esta práctica es la administración de rifampicina para evitar la meningitis meningocócica en personas que están en contacto cercano con un paciente; prevención de la gonorrea o la sífilis después de contacto con una persona infectada o el uso de macrólidos después de contacto con casos confirmados de tos ferina. Se recomienda la profilaxis después de exposición en personas expuestas de manera inadvertida a la infección por VIH. En la actualidad, durante cuatro semanas se administran combinaciones de algunas de las clases de antirretrovirales como son los inhibidores de la transcriptasa inversa de nucleósidos y de nucleótidos, inhibidores de transcriptasa inversa no nucleosídicos, inhibidores de proteasa e inhibidores de fusión (Panlilio et al., 2005). En el caso de la influenza, se ha recomendado el oseltamivir, inhibidor de la neuraminidasa, para evitar la influenza por virus A y B en adultos y niños sanos que tienen contacto cercano con casos confirmados por métodos de laboratorio (Hayden y Pavia, 2006).

Entre los problemas importantes de salud pública contra los cuales se han creado regímenes quimioterápicos específicos están la transmisión maternoinfantil del VIH y la sífilis. Para la profilaxis contra dicho virus se administran antirretrovirales durante el embarazo y el periodo periparto. Las medidas profilácticas contra la sífilis durante el embarazo son eficaces para disminuir el número de muertes neonatales y malformaciones neurológicas, auditivas y óseas del producto.

Tratamiento presintomático. Este tratamiento se usa como sustitutivo de la profilaxis universal y como una medida temprana dirigida a objetivos específicos en pacientes de alto riesgo que han tenido ya algún dato en estudios de laboratorio o de otro tipo que indica que la persona asintomática está ya infectada. El principio es que la administración del tratamiento antes de que aparezcan los síntomas (fase presintomática) interrumpe la enfermedad inminente, y dicho tratamiento dura un lapso breve y definido (Singh, 2001); lo anterior ha sido aplicado en la clínica a la farmacoterapia contra el virus citomegálico (CMV) después de trasplantes de células primordiales hematopoyéticas y de órganos sólidos. No se sabe si tal método es mejor que seguir administrando ganciclovir a los pacientes expuestos a riesgo. Datos recientes en personas que recibieron hígado en trasplante sugieren que esta estrategia puede tener la misma eficacia que la profilaxis universal al tiempo que se usan mucho menos fármacos antivirales (Gerna et al., 2008; Singh et al., 2008).

Tratamiento empírico en el enfermo sintomático. Una vez que la persona muestra síntomas, ¿debe recibir tratamiento inmediato? El primer aspecto que se debe considerar al seleccionar un antimicrobiano es decidir si está indicado. El acto automático de asociar la fiebre a infecciones tratables y administrar antimicrobianos sin una valoración adicional es irracional y puede ser peligroso.

El diagnóstico puede obstaculizarse si se comienza el tratamiento y no se practican los cultivos apropiados. Los antimicrobianos pueden ser tóxicos y estimular la resistencia de microorganismos particulares. En algunas enfermedades es bajo el costo de esperar unos días; en estos casos los pacientes pueden esperar la llegada de datos microbiológicos que confirmen la infección, sin necesidad de tratamiento empírico. En un segundo grupo de pacientes, los riesgos de espera son grandes por el estado inmunológico del enfermo u otros factores de riesgo conocidos de tener un desenlace sombrío si se retrasa el tratamiento. El comienzo de la administración empírica y óptima de antimicrobianos debe depender del cuadro clínico inicial, que puede sugerir la presencia de un microorganismo específico, y del conocimiento de los microorganismos que con mayor frecuencia originan infecciones específicas en un hospedador particular. Además, se dispone de técnicas de laboratorio sencillas y rápidas para el estudio de los tejidos infectados.

El método más útil y digno de confianza para la identificación inmediata de las bacterias es el estudio de las secreciones o del líquido corporal infectado, por medio de la tinción de Gram. En regiones donde el paludismo es endémico o en casos de viajeros que regresan de estas zonas, el frotis de sangre sencillo o de gota gruesa puede establecer la diferencia entre un sujeto que recibe tratamiento adecuado y sobrevive y otro que muere por un tratamiento incorrecto de una supuesta infección bacteriana. Dichas pruebas permiten reducir la lista de posibles patógenos y permitir una selección más racional del antibiótico inicial. De igual modo, los individuos neutropénicos que tienen fiebre muestran gran riesgo de morir y si están febriles se supone que tienen una infección por bacterias o por hongos; de este modo, se recurre a una combinación de antibacterianos de amplio espectro y antimicóticos que cubre las infecciones que surgen a menudo en pacientes granulocitopénicos. La práctica de los cultivos es todavía una medida indispensable con la idea de modificar el tratamiento antimicrobiano en función de los resultados de los cultivos.

Tratamiento definitivo en el caso de patógenos diagnosticados. Una vez aislado un patógeno y que se cuenta con los resultados de su susceptibilidad, el tratamiento debe reducirse a un antibiótico seleccionado con gran precisión. La monoterapia se prefiere para disminuir el riesgo de toxicidad del antimicrobiano y la selección de patógenos resistentes al antimicrobiano. Son de importancia crucial las dosis y posologías de los antimicrobianos para llevar al máximo la eficacia y al mínimo los efectos tóxicos. Además, el tratamiento debe ser lo más breve posible. No se recomienda administrar un antimicrobiano de forma indefinida sin una justificación particular. De hecho, las pruebas de origen experimental o clínico han indicado que los tratamientos que se prolongan de manera innecesaria culminan en la aparición de resistencia a fármacos.

El tratamiento por combinación es una excepción y no la regla. Una vez aislado el patógeno no hay razón para administrar múltiples antibióticos, salvo cuando las pruebas sugieren en forma contundente lo contrario. El uso de dos antimicrobianos cuando se necesita sólo uno aumenta la posibilidad de efectos tóxicos y de daño innecesario a la flora micótica y bacteriana por lo demás protectora. Lo anterior es válido incluso cuando la intuición sugiere emplear dos fármacos. Por ejemplo, Cosgrove et al. demostraron en fecha reciente que se produjo una mayor nefrotoxicidad con la gentamicina en dosis bajas administradas sólo durante cuatro días como “tratamiento sinérgico” con vancomicina o penicilina antiestafilocócica en casos de bacteriemia o endocarditis por S. aureus, sin que ello mejorara la eficacia (Cosgrove et al., 2009).

Sin embargo, hay circunstancias especiales en que los datos de manera inequívoca favorecen las combinaciones. Entre los principios que sustentan dicho empleo de antimicrobianos están:

• evitar la resistencia a la monoterapia

• acelerar la destrucción de los microbios

• reforzar la eficacia terapéutica con el empleo de interacciones sinérgicas o intensificar la destrucción con un fármaco, basada en una mutación generada por la resistencia a otro

• reducir los efectos tóxicos, aunque parezca paradójico (es decir, cuando la eficacia completa de un antibacteriano estándar se logra sólo con dosis que son tóxicas y un segundo fármaco se administra en forma simultánea para que ejerza efectos aditivos)

En los capítulos correspondientes se exponen las situaciones clínicas en las que conviene usar combinaciones particulares, pero incluyen el tratamiento antirretroviral contra el SIDA, el antirretroviral en caso de hepatitis B y C, el tratamiento de la tuberculosis, la infección por Mycobacterium avium-intracellulare y la lepra, combinaciones en dosis fijas de antipalúdicos, el tratamiento de Cryptococcus neoformans con flucitosina y anfotericina B durante el tratamiento empírico en individuos con neutropenia febril y SIDA en fase avanzada con fiebre. La combinación de una sulfonamida y un inhibidor de la dihidrofolato reductasa, como trimetoprim, es sinérgica porque se bloquean etapas consecutivas de la síntesis de ácido fólico en el microbio. La combinación fija de sulfametoxazol y trimetoprim es activa contra microorganismos resistentes a las sulfonamidas solas, es eficaz contra muchas infecciones y rara vez se administran sus componentes por separado.

Farmacoterapia supresora después de tratamiento. En algunos pacientes, después de controlar la enfermedad inicial con un antimicrobiano, se continúa el tratamiento con él en dosis menor. Esto se debe a que en dichos pacientes no se erradicó del todo la infección y persiste el defecto inmunológico o anatómico que produjo la infección original. Por ejemplo, la situación anterior es frecuente en enfermos de SIDA y los que han recibido un trasplante. El objetivo es más bien la profilaxis secundaria. No obstante, son grandes los riesgos de toxicidad por la duración prolongada del tratamiento. En dicho grupo de enfermos, los fármacos depresores se interrumpen a la larga cuando mejora el sistema inmunitario del paciente.

Cuando se comenzaron a usar en seres humanos, los antimicrobianos se consideraron curas milagrosas. Sin embargo, poco después del descubrimiento de la penicilina se advirtió que aparecía en forma rápida resistencia, lo que ponía fin al milagro. Esta situación grave persiste con cada antimicrobiano nuevo y amenaza con terminar con la época de los antimicrobianos. En la actualidad, cualquier clase importante de antibióticos se acompaña de la aparición de resistencia notable. Dos factores importantes se vinculan con este fenómeno: evolución y prácticas clínicas y ambientales. Una especie sometida a presiones químicas o de otro tipo que amenazan con su extinción, suele desarrollar mecanismos para sobrevivir bajo tal tensión excesiva. Los patógenos evolucionarán para presentar resistencia a la “guerra química” a la que están sometidos. Esta evolución se facilita con prácticas terapéuticas inadecuadas realizadas por el personal de atención de la salud, así como por el uso indiscriminado de antibióticos con fines agrícolas o de cría de animales. Las prácticas clínicas inadecuadas que no incorporan las propiedades farmacológicas de los antimicrobianos aceleran el surgimiento y la evolución de la resistencia a fármacos.

La resistencia a antimicrobianos puede surgir en una o más de las etapas de los procesos por los que el fármaco llega y se combina con el sitio en que actúa. De este modo, la resistencia puede surgir a causa de:

• disminución de la penetración del antibiótico en el interior del patógeno

• mayor expulsión del antibiótico desde la célula por la acción de bombas de extracción

• liberación de enzimas del microbio, que destruyen el antibiótico

• alteración de proteínas microbianas que transforman los profármacos en sus fracciones eficaces

• alteración de las proteínas en que actúa un fármaco

• creación de otras vías distintas a las inhibidas con el antibiótico.

Los mecanismos por los cuales surge esta resistencia incluyen la adquisición de elementos genéticos que codifican el mecanismo de resistencia, mutaciones que aparecen con la presión ejercida por los antibióticos e inducción constitutiva.

Resistencia por la menor penetración del fármaco en el interior del patógeno. La membrana externa de las bacterias gramnegativas es una barrera permeable e impide que grandes moléculas polares penetren en el microorganismo. Penetran en él las pequeñas moléculas polares, como las de muchos antibióticos, a través de conductos proteínicos llamados porinas. La ausencia de un conducto de porina, su mutación o la desaparición de un conducto preferido desaceleran el ritmo de penetración del fármaco en un microorganismo o impiden que penetre, lo que disminuye en efecto la concentración del fármaco en el sitio en que debe actuar. Si este sitio está en el interior de la célula y el fármaco necesita transporte activo para cruzar la membrana celular, una mutación o cambio fenotípico que anule o retrase el mecanismo de transporte conferirá resistencia. Por ejemplo, la infección por Trypanosoma brucei es tratada con suramina y pentamidina en sus fases iniciales, pero con melarsoprol y eflornitina cuando se produjo ya la enfermedad del SNC (enfermedad del sueño). El melarsoprol es captado en forma activa por la proteína transportadora P2 del tripanosoma. Si el parásito no cuenta con dicha transportadora P2 o tiene una forma mutante, surgen resistencia al melarsoprol y resistencia cruzada a la pentamidina por una menor captación del transportador (Ouellette, 2001).

Resistencia causada por expulsión del fármaco. Los microorganismos a veces expresan en exceso bombas de expulsión y así expelen antibióticos a los que, en otras circunstancias, serían susceptibles. Se conocen cinco sistemas de bombas de expulsión que son importantes para los antimicrobianos:

• el elemento encargado de expulsión de compuestos tóxicos y múltiples fármacos (MATE)

• transportadores mayores de la superfamilia de facilitadores (MFS)

• el sistema pequeño de resistencia a múltiples fármacos (SMR)

• los exportadores de la división de modulación de resistencia (RND)

• los transportadores del casete de unión a ATP (ABC)

Las bombas de expulsión constituyen un mecanismo notable de resistencia de parásitos, bacterias y hongos. Una de las consecuencias trágicas de la aparición de resistencia ha sido la de Plasmodium falciparum. La resistencia a casi todos los antipalúdicos y en particular a cloroquina, quinina, mefloquina, halofantrina, lumefantrina y la combinación de artemeter-lumefantrina es mediada por un transportador ABC que codifica el gen 1 de resistencia a múltiples fármacos, propio de Plasmodium falciparum (Pfmdr1) (Happi et al., 2009). Las mutaciones puntuales en dicho gen originaron resistencia farmacológica e ineficacia de la quimioterapia. La expulsión del fármaco a veces actúa en tándem con la resistencia cromosómica, como se observa en Streptococcus pneumoniae y, tal vez, en Mycobacterium tuberculosis. En estas situaciones surge pronto la inducción de las bombas de expulsión y aumentan muy poco la MIC. Sin embargo, dicho incremento de MIC basta para que surja más replicación microbiana y aumente la frecuencia de mutación, lo que permite que aparezca resistencia por medio de mutaciones cromosómicas más sólidas (Gumbo et al., 2007b; Jumbe et al., 2006).

Resistencia por destrucción del antibiótico. La inactivación del fármaco es un mecanismo frecuente de resistencia a él. La resistencia bacteriana a aminoglucósidos y antibióticos lactámicos β en general depende de la producción de una enzima modificadora de aminoglucósido o de una lactamasa β, respectivamente.

Resistencia surgida por la menor afinidad del fármaco a estructuras blanco alteradas. Una consecuencia frecuente de mutaciones puntuales únicas o múltiples es el cambio de la composición de aminoácidos y la conformación de la proteína blanco. Este cambio hará que disminuya la afinidad del fármaco por su sitio de acción o de un profármaco por la enzima que lo transforma en fármaco activo. Dichas alteraciones pueden deberse a la mutación del sitio de destino natural (p. ej., la resistencia a la fluoroquinolona), la modificación del sitio de acción (p. ej., el tipo de protección ribosómica de la resistencia a los macrólidos y las tetraciclinas) o la adquisición de una forma resistente de la célula blanco susceptible y nativa (p. ej., la resistencia del estafilococo a la meticilina causada por la generación de una proteína de unión con poca afinidad por la penicilina) (Hooper, 2002; Lim y Strynadka, 2002; Nakajima, 1999). En forma similar, en la resistencia de VIH se observan mutaciones asociadas a la reducción de la afinidad en el caso de los inhibidores de proteasa e integrasa, inhibidores de fusión y de transcriptasa inversa no nucleosídicos (Nijhuis et al., 2009). De igual modo, los benzimidazoles se utilizan contra miles de helmintos y protozoos y actúan al unirse a la tubulina del parásito; mutaciones puntuales en el gen de la tubulina β originan modificación de dicha proteína y resistencia al fármaco (Ouellette, 2001).

Incorporación del fármaco. Surge una situación poco frecuente cuando un microorganismo no sólo crea resistencia a un antimicrobiano, sino que después lo necesita para proliferar. Los enterococos, que presentan con facilidad resistencia a la vancomicina, después de exposición prolongada al antibiótico terminan por desarrollar cepas que necesitan vancomicina.

Resistencia por intensificación de la expulsión del fármaco incorporado. Los inhibidores nucleosídicos de la transcriptasa inversa como la zidovudina son análogos de 2′-desoxirribonucleósido que son convertidos en su forma de 5′-trifosfato y compiten con los nucleótidos naturales. Estos fármacos son incorporados en la cadena de DNA del virus y la terminan. Cuando la resistencia surge por mutaciones en diversos puntos del gen de la transcriptasa inversa, se intensifica la expulsión fosforolítica del análogo nucleosídico incorporado, cuya función es terminar la cadena (Arion et al., 1998).

Heterorresistencia y cuasiespecies virales. Se dice que hay heteroresistencia cuando un subgrupo de la población microbiana total es resistente, a pesar de que la población total se considere susceptible en las pruebas (Falagas et al., 2008; Rinder, 2001). En cierta forma, no debe causar sorpresa dado que las mutaciones cromosómicas siguen un esquema estocástico y hay un índice de mutación basal para cada gen. En consecuencia, se espera que una subclona que muestra alteraciones en genes asociados a la resistencia farmacológica refleje los índices de mutación normal, y que tienen lugar entre los 10⁻⁶ y 10⁻⁵ colonias. En las bacterias se ha descrito la heterorresistencia en especial contra la vancomicina en el caso de S. aureus, contra el mismo antibiótico en el caso de Enterococcus faecium, contra la colistina en Acinetobacter baumannii-calcoaceticus; contra la rifampicina, la isoniazida y la estreptomicina en el caso de M. tuberculosis, y contra la penicilina en el caso de S. pneumoniae (Falagas et al., 2008; Rinder, 2001). En individuos con estafilococos y M. tuberculosis heterorresistentes se ha señalado un número cada vez mayor de ineficacias terapéuticas y muerte (Falagas et al., 2008; Hofmann-Thiel et al., 2009). En el caso de los hongos, se ha descrito heterorresistencia que condujo a ineficacia clínica en el caso del fluconazol en el ataque por Cryptococcus neoformans y Candida albicans (Marr et al., 2001; Mondon et al., 1999).

La replicación viral está más predispuesta a errores que la replicación de bacterias y hongos. La evolución del virus bajo presiones medicamentosas e inmunitarias surge con facilidad relativa y suele originar variantes o cuasiespecies que pueden contener subpoblaciones farmacorresistentes. No se conoce a lo anterior como heterorresistencia, pero el principio es el mismo que el descrito para bacterias y hongos. Se puede considerar que un virus es susceptible a un fármaco porque en los estudios fenotípicos o genotípicos se detecta falta de resistencia, cuando existe una subpoblación resistente por debajo del límite de detección del método de cuantificación. Estas cuasiespecies minoritarias que son resistentes a los antirretrovirales se han vinculado con ineficacia del tratamiento antirretroviral (Metzner et al., 2009).

Aparición de resistencia por selección mutacional. La mutación y la selección antibiótica de la mutante resistente son las bases moleculares de la resistencia de muchas bacterias, virus y hongos. Las mutaciones pueden aparecer en el gen que codifica: 1) la proteína blanco, en la que se altera su estructura de modo que ya no se una al fármaco; 2) una proteína que interviene en el transporte del fármaco; 3) una proteína importante para la activación o la inactivación del fármaco, o 4) un gen o promotor regulador que modifica la expresión del blanco del fármaco, la proteína de transporte o una enzima inactivadora. Las mutaciones no son causadas por la propia exposición al fármaco, son fenómenos aleatorios que confieren al microorganismo una ventaja en la supervivencia cuando está presente un fármaco. Es posible que cualquier población grande de bacterias susceptibles a fármacos contenga mutantes raras, apenas menos susceptibles que la cepa original. Sin embargo, las estrategias terapéuticas subóptimas culminan a veces en la destrucción selectiva de la población más susceptible, lo que permite que los microorganismos resistentes proliferen.

En algunos casos, la mutación de un solo paso origina un alto grado de resistencia. Entre los ejemplos están las mutaciones katG Ser315 de M. tuberculosis que ocasionan resistencia a la isoniazida; la mutación M814V en el gen de transcriptasa inversa de VIH-1 que lo vuelven resistente a la lamivudina; una mutación del gen de citocromo-b que origina resistencia al antipalúdico atovacuona y mutaciones de fks1 Ser645 de Candida albicans que ocasiona resistencia a las equinocandinas.

Sin embargo, en otras circunstancias, es la aparición seriada de varias mutaciones la que conduce a la resistencia con importancia clínica. Por ejemplo, la combinación de pirimetamina y sulfadoxina inhibe la vía de biosíntesis de folato de Plasmodium falciparum mediante la inhibición de la dihidrofolato reductasa (DHFR) por parte de la pirimetamina y la inhibición de la dihidropteroato sintetasa (DHPS) por la sulfadoxina. Surge resistencia con importancia clínica cuando hay una sola mutación puntual en el gen de DHPS acompañada, por lo menos, de una doble mutación en el gen de DHFR.

Fenotipos hipermutables. La capacidad de proteger la información genética de la desintegración y también de contar con la flexibilidad suficiente para permitir cambios genéticos que culminen en adaptación al entorno, es una cualidad esencial de todos los organismos vivos. Se logra sobre todo por la inserción del par de bases correcto por parte de la DNA polimerasa III, la “lectura de pruebas” por parte de la polimerasa y reparación después de la replicación. La aparición de un defecto en uno de estos mecanismos de reparación origina un alto grado de mutaciones en muchos genes; dichos microorganismos aislados reciben el nombre de fenotipos mutadores (Mut) y pueden incluir mutaciones en genes que originan resistencia a antibióticos (Giraud et al., 2002). Esta selección de segundo orden de los alelos hipermutables (mutador) basada en alteraciones de los genes de reparación de DNA, según autoridades, interviene en la aparición de cepas de M. tuberculosis resistentes a múltiples fármacos como el genotipo Beijing (Rad et al., 2003).

Resistencia por adquisición externa de elementos genéticos. La resistencia a fármacos se puede adquirir por mutación y selección, con la transmisión del rasgo en sentido vertical a células hijas. Para que la mutación y la selección logren generar resistencia, la mutación no debe ser letal ni modificar de forma importante la virulencia. Para la transmisión del rasgo, el mutante original o sus hijos también deben diseminarse y replicarse; de otro modo se perderá la mutación hasta que otro mutante que provenga de una población natural la “redescubra”.

La resistencia a fármacos se adquiere más a menudo por transferencia horizontal de determinantes de resistencia provenientes de una célula donadora, a menudo de otra especie bacteriana, por transducción, transformación o conjugación. La resistencia adquirida por transferencia horizontal se disemina en forma rápida y amplia, sea por propagación clonal de la cepa resistente o por transferencias ulteriores a otras cepas susceptibles receptoras. La transferencia horizontal de resistencia ofrece algunas ventajas en relación con la selección por mutación. Se evita la mutación letal de un gen esencial; el nivel de resistencia suele ser mayor que el obtenido por mutación, que tiende a generar cambios cada vez mayores; el gen que aún puede ser transmitido en sentido vertical se moviliza y amplifica con rapidez dentro de una población por transferencia a células susceptibles y es posible eliminar el gen de resistencia cuando ya no brinda una ventaja selectiva.

Transferencia génica horizontal. La transferencia horizontal de genes de resistencia es facilitada en gran medida por elementos genéticos móviles y depende mucho de ellos. Dichos elementos son, entre otros, los plásmidos y los fagos transductores. También participan en los procesos otros elementos móviles como los transposones, los integrones y los casetes génicos. Los elementos transponibles se clasifican en tres tipos generales: secuencias de inserción, transposones y fagos transponibles. Son importantes para la resistencia sólo las secuencias de inserción y los transposones.

Las secuencias de inserción (Mahillon y Chandler, 1998) son segmentos cortos de DNA que codifican funciones enzimáticas (p. ej., transposasa y resolvasa) para recombinación específica de sitio, con secuencias de repetición inversa en uno y otro extremos. Se copian a sí mismas y se insertan también a sí mismas dentro de un cromosoma o un plásmido. Las secuencias de inserción no codifican resistencia, pero actúan como sitios de integración de otros elementos que codifican la resistencia (como plásmidos o transposones). Los transposones son secuencias de inserción que también codifican otras funciones y de las cuales una puede ser la resistencia a fármacos. Los transposones se desplazan entre el cromosoma y el plásmido, pero el gen de resistencia puede “ser transportado o arrastrado” gracias a un elemento transferible desde el huésped y de ahí a un receptor. Los transposones son elementos móviles que “separan” y que se integran dentro del DNA genómico o plásmido de la bacteria (de plásmido a plásmido, de plásmido a cromosoma o de cromosoma a plásmido). Los integrones (Fluit y Schumitz, 2004) no son formalmente móviles y no se copian a sí mismos, pero codifican una integrasa y permiten contar con un sitio específico en el cual se integrarán los casetes génicos móviles. Los casetes génicos codifican determinantes de resistencia, en general no poseen un promotor, con una secuencia de repetición en dirección 3′ (downstream). La integrasa reconoce esta secuencia de repetición y dirige la inserción del casete en una posición detrás de un promotor fuerte presente en el integrón. Los integrones pueden estar en el interior de los transposones o en plásmidos y, por lo tanto, pueden ser movilizables o ubicarse en el cromosoma.

La transducción es la adquisición de DNA bacteriano de un fago (virus que se propaga dentro de las bacterias) que tiene DNA incorporado, proveniente de una bacteria hospedadora previa dentro de su cubierta proteínica externa. Si el DNA incluye un gen de resistencia a fármacos, la célula bacteriana recién infectada puede adquirir resistencia. La transducción es en particular importante para la transferencia de resistencia a antibióticos en varias cepas de S. aureus. La transformación es la captación e incorporación dentro del genoma del hospedador, por recombinación homóloga, del DNA libre liberado en el entorno por otras bacterias. La transformación es la base molecular de resistencia a penicilina en neumococos y Neisseria (Spratt, 1994). La conjugación, como denota su nombre, es la transferencia de genes por contacto directo intercelular a través de pilosidades sexuales o puentes. Este mecanismo complejo y fascinante para la propagación de resistencia a antibióticos es de extraordinaria importancia porque en un solo episodio se pueden transferir genes de resistencia múltiple. El material genético transferible consiste en dos grupos diferentes de genes codificadores de plásmido que pueden estar en el mismo o en diferentes plásmidos. Un grupo codifica la resistencia real; el segundo lo hace con genes necesarios para el proceso de conjugación bacteriana. Es probable que se produzca conjugación con intercambio genético entre microorganismos no patógenos y patógenos en el tubo digestivo de seres humanos y animales. Es poca la eficacia de la transferencia; sin embargo, los antibióticos ejercen una presión selectiva poderosa que permite la aparición de una cepa resistente. La transferencia genética por conjugación es frecuente en bacilos gramnegativos y se confiere resistencia a una célula susceptible en un solo episodio. Los enterococos también contienen una amplia variedad de plásmidos conjugadores del rango del hospedador que intervienen en la transferencia y propagación de genes de resistencia entre microorganismos gramnegativos.

Los antimicrobianos tienen como blanco propiedades bioquímicas específicas de los patógenos y, por lo tanto, tienen un espectro reducido de microorganismos que pueden destruir. La infección suele producirse dentro de un compartimiento anatómico particular. Factores determinantes de los buenos resultados del tratamiento con antimicrobianos son la selección apropiada de estos fármacos con base en resultados de estudios microbiológicos y pruebas de susceptibilidad, así como en los conocimientos de la penetración del fármaco en el compartimiento infectado y de la farmacocinética de los compartimientos. El médico escoge la dosis precisa y la posología al integrar los datos farmacocinéticos-farmacodinámicos del microorganismo, la variabilidad farmacocinética esperada y la concentración inhibitoria mínima del patógeno. Es importante que los objetivos terapéuticos sean claros. Desde el comienzo, con base en pruebas apropiadas, se fijarán los objetivos y la duración de los tratamientos de profilaxis, presintomático, empírico y definitivo. La norma general es usar un solo fármaco, salvo en situaciones escogidas en que es mejor la combinación de medicamentos. Las estrategias inadecuadas de administración pueden propiciar desenlaces catastróficos como la aparición de patógenos farmacorresistentes y efectos tóxicos adversos para los pacientes.