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En el capítulo 4 se mencionó que los principios de la termodinámica pueden predecir la espontaneidad de una reacción pero no su velocidad. La velocidad de una reacción bioquímica se define como el cambio de la concentración de un reactivo o producto por unidad de tiempo. La velocidad inicial v0 de la reacción A → P, donde A y P son moléculas de sustrato y de producto, respectivamente, es:
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La velocidad inicial (v0) es la velocidad de una reacción cuando la [A] es mucho mayor que la concentración de la enzima E, [E], y el tiempo de reacción es muy corto. Las mediciones de v0 se realizan justo después de mezclar la enzima y el sustrato porque es posible suponer que la reacción inversa (p. ej., la conversión del producto en sustrato) aún no ha ocurrido en un grado apreciable.
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El estudio cuantitativo de la catálisis enzimática, conocido como cinética enzimática, proporciona información sobre las velocidades de reacción. Los estudios cinéticos también miden la afinidad de las enzimas por los sustratos y por los inhibidores y permiten entrever los mecanismos de reacción. A su vez, la cinética enzimática ayuda a comprender las fuerzas que regulan las vías metabólicas. La velocidad de la reacción A → P es proporcional a la frecuencia con la que las moléculas que reaccionan forman el producto. La velocidad de reacción es:
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Combinando las ecuaciones (6) y (7), se obtiene:
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El orden de reacción es la suma de los exponentes de los términos de concentración en la expresión de velocidad, se determina de forma empírica, es decir, mediante experimentación (fig. 6.3). La determinación del orden de una reacción permite obtener ciertas conclusiones del mecanismo de la reacción. Se dice que una reacción sigue una cinética de primer orden si la velocidad depende de la primera potencia de la concentración de un solo reactivo y sugiere que el paso limitante de la velocidad es una reacción unimolecular (p. ej., no se requieren colisiones moleculares). En la reacción A → P se supone que la ecuación experimental de velocidad es:
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Si [A] se duplica, se observa que la velocidad también. La reducción de [A] a la mitad reduce la velocidad de reacción observada a la mitad. En las reacciones de primer orden la concentración del reactivo es una función del tiempo, de modo que k se expresa en unidades de s−1. En cualquier reacción, el tiempo que se requiere para que se consuma la mitad de las moléculas reaccionantes se denomina vida media (t1/2).
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En la reacción A + B → P, si el orden de A y B es uno en cada caso, se dice que la reacción es de segundo orden y A y B deben colisionar para que se forme el producto (una reacción bimolecular):
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En estas circunstancias, la velocidad de reacción depende de las concentraciones de los dos reactivos. En otras palabras, tanto A y B, forman parte del paso determinante de la velocidad de reacción. Las constantes de velocidad de segundo orden se miden en unidades de M−1s−1.
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Algunas veces las reacciones de segundo orden incluyen reactivos como el agua que están presentes en gran exceso:
+
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La expresión de velocidad de segundo orden es:
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Sin embargo, la reacción parece ser de primer orden debido a que el agua se encuentra presente en exceso y la [H2O] es en esencia constante. Estas reacciones se dice que son de seudo-primer orden. Las reacciones de hidrólisis en los sistemas bioquímicos se tratan como de seudo-primer orden debido a la sustantiva disponibilidad del segundo reactivo, el H2O, en los ambientes acuosos.
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Otra posibilidad es que sólo uno de los dos reactivos participe en el paso determinante de la velocidad y aparezca solo en la expresión de velocidad. En el ejemplo anterior, si la velocidad es igual a k[A]2, entonces el paso limitante de la velocidad implica colisiones entre moléculas de A. El agua participa en un paso rápido que no limita la velocidad en el mecanismo de la reacción.
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Cuando la adición de un reactivo no altera la velocidad de una reacción, se dice que ésta es de orden cero para dicho reactivo. En la reacción A → P, la expresión de velocidad determinada experimentalmente bajo tales condiciones es
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CONCEPTOS CLAVE 
La cinética enzimática es el estudio cuantitativo de la catálisis de las enzimas.
Los estudios cinéticos miden las velocidades de reacción y la afinidad de las enzimas por los sustratos y por los inhibidores.
La cinética proporciona también conocimientos sobre los mecanismos de las reacciones.
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La velocidad es constante debido a que la concentración del reactivo es suficientemente elevada para saturar todos los sitios catalíticos en las moléculas enzimáticas. En el problema 6.1 se da un ejemplo para determinar el orden de reacción.
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El orden de reacción también puede caracterizarse de otra manera. Es posible usar un término teórico para caracterizar reacciones simples: la molecularidad se define como el número de moléculas que colisionan en una reacción de un solo paso. Una reacción unimolecular A → B tiene molecularidad de uno, mientras que una reacción bimolecular A + B → C + D tiene molecularidad de dos.
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PROBLEMA 6.1
Considere la siguiente reacción:

Dados los siguientes datos de velocidad, determine el orden de cada reactivo y el orden global de la reacción.
Solución La expresión de velocidad inicial global es:
Velocidad = k[etanol]x[NAD+]y
Para evaluar x y y, determine el efecto que tiene sobre la velocidad de reacción el aumento de la concentración de un reactivo mientras se mantiene constante la concentración del otro.
Para este experimento, al duplicar la concentración de etanol se duplica la velocidad de la reacción; por lo tanto, x es uno. Duplicar la concentración de NAD+ duplica también la velocidad de la reacción, así que y también es uno. La expresión de velocidad es entonces:
Velocidad = k[etanol]1[NAD+]1
La reacción es de primer orden para ambos reactivos y de segundo orden en términos globales.
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Cinética de Michaelis-Menten
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Uno de los modelos más útiles en la investigación sistemática de las velocidades enzimáticas fue propuesto por Leonor Michaelis y Maud Menten en 1913. El concepto del complejo enzima-sustrato, enunciado por vez primera por Victor Henri en 1903, es fundamental para el modelo cinético de Michaelis-Menten. Cuando el sustrato S se une al sitio activo de una enzima E, se forma un complejo intermedio (ES). Durante el estado de transición el sustrato se convierte en producto. Tras un lapso breve, el producto se disocia de la enzima. Este proceso puede resumirse así:
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La ecuación (13) ignora la reversibilidad del paso en el que el complejo ES se convierte en enzima y producto. Se permite esta simplificación si la velocidad de reacción se cuantifica cuando la [P] es aún muy baja. Recuérdese que en la mayoría de los estudios cinéticos se determinan las velocidades iniciales. Además, muchas enzimas tienen poca afinidad por el producto, de modo que es poco probable la reacción inversa.
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Según el modelo de Michaelis-Menten, tal como se concibe en la actualidad, se asume que (1) k−1 es despreciable en comparación con k1, y (2) la velocidad de formación de ES es igual a la velocidad de su degradación durante la mayor parte del curso de la reacción (p. ej., [ES] permanece igual durante toda la reacción). Esta última premisa se denomina suposición del estado estacionario de equilibrio dinámico. La expresión general de la velocidad de reacción es
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Para que sea de utilidad, la velocidad de una reacción debe definirse en términos de [S] y [E]. La velocidad de formación de ES es igual a k1[E][S], mientras que la velocidad de disociación de ES es igual a (k−1 + k2)[ES]. La suposición del estado estacionario iguala estas dos velocidades:
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Michaelis y Menten introdujeron una nueva constante, Km (conocida como constante de Michaelis):
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También derivaron la ecuación:
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donde Vmáx = velocidad máxima que puede alcanzar la reacción. Esta ecuación, conocida ahora como ecuación de Michaelis-Menten, ha demostrado ser muy útil para definir determinados aspectos del comportamiento enzimático. Por ejemplo, cuando [S] es igual a Km, el denominador de la ecuación (18) es igual a 2[S], y v es igual a Vmáx/2 (fig. 6.4). El valor de Km determinado experimentalmente (medido en moles por litro de sustrato) se considera una constante que es característica de la enzima y el sustrato en condiciones específicas. Puede reflejar la afinidad de la enzima por su sustrato. (Si k2 es mucho menor que k–1, es decir, k2 << k–1, entonces el valor de Km se aproxima a k1. En estas circunstancias, Km es la constante de disociación del complejo ES.) Cuanto menor es el valor de Km, menor es la [S] requerida para llegar a 1/2 Vmáx y, por lo tanto, mayor es la “afinidad” de la enzima por el sustrato.
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Las propiedades cinéticas de una enzima también se utilizan para determinar su eficiencia catalítica. El número de recambio (kcat) de una enzima se define como:
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En condiciones fisiológicas, [S] es usualmente mucho menor que Km. Se obtiene una medida más útil de la eficacia catalítica reordenando la ecuación (19) de la siguiente forma:
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y sustituyendo esta función en la ecuación de Michaelis-Menten (ecuación 18):
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Cuando [S] es muy baja, [Et] es aproximadamente igual a [E] y la ecuación (21) se reduce a:
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En la ecuación (22) el término kcat/Km, también llamado constante de especificidad, es la constante de velocidad de segundo orden para una reacción en la que [S] << Km, una situación común en los sistemas biológicos. En esta reacción, la [S] es lo suficientemente baja para que el valor de kcat/Km refleje la relación entre la velocidad catalítica y la afinidad de unión del sustrato. Un sustrato con elevada constante de especificidad tendrá baja Km (alta afinidad) y elevada eficiencia cinética (alto número de recambio). La constante de especificidad puede ser muy útil cuando se comparan diferentes sustratos para la misma enzima. Cuando la [S] es baja y la [Et] puede cuantificarse de manera exacta, se cumple la ecuación (22). En el cuadro 6.3 se proporcionan ejemplos de valores de kcat, Km y kcat/Km de algunas enzimas. Debe tenerse en cuenta que el límite superior del valor de kcat/Km para una enzima no puede exceder del valor máximo de la velocidad a la que la enzima puede unirse a las moléculas de sustrato (k1). Este límite es impuesto por la velocidad de difusión del sustrato al sitio activo de la enzima. El límite del control de difusión de las reacciones enzimáticas es aproximadamente 108 a 109 M−1s−1. Varias enzimas, como las del cuadro 6.3, poseen valores de kcat/Km que se aproximan al límite del control de difusión. Debido a que dichas enzimas convierten el sustrato a producto prácticamente cada vez que el sustrato se difunde al sitio activo, se dice que han conseguido la perfección catalítica. Para enzimas en vías bioquímicas que no logran este grado elevado de eficiencia catalítica, los seres vivos superan el límite del control de difusión organizándolas en complejos multienzimáticos. En estos complejos, los sitios activos de las enzimas están tan próximos que la difusión no es un factor en la transferencia de las moléculas de sustrato y de producto.
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CONCEPTOS CLAVE 
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PROBLEMA 6.2
Considere la gráfica de Michaelis-Menten de la figura 6.5. Identifique los siguientes puntos de la curva:
Vmáx
Km
Solución Referirse a la figura 6.4.
Vmáx es la velocidad máxima que puede alcanzar la enzima. Incrementos adicionales de la concentración de sustrato no aumentan la velocidad.
Km = [S] en Vmáx/2
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La actividad enzimática se expresa en unidades internacionales (UI). Una UI se define como la cantidad de enzima que produce 1 μmol de producto por minuto. La actividad específica de una enzima, una magnitud que se utiliza para supervisar la purificación de la enzima, se define como el número de unidades internacionales por miligramo de proteína. [Recientemente se introdujo una nueva unidad de medida de la actividad enzimática, denominada katal. Un katal (kat) indica la cantidad de enzima que transforma 1 mol de sustrato por segundo. Un katal es igual a 6 × 107 UI.]
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Gráficas de Lineweaver-Burk
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Los valores de Km y Vmáx para una enzima se determinan cuantificando las velocidades iniciales de la reacción a varias concentraciones de sustrato. Se pueden obtener valores aproximados de Km y Vmáx construyendo una gráfica como la de la figura 6.4. Con una transformación algebraica de los datos se puede derivar una determinación más exacta de esos valores. La ecuación de Michaelis-Menten, cuya gráfica es una hipérbola,
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puede reordenarse obteniendo su expresión recíproca:
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Se trazan los recíprocos de las velocidades iniciales frente a los recíprocos de las concentraciones de sustrato. En una gráfica de estas características, conocida como gráfica de dobles recíprocos de Lineweaver-Burk, la línea recta que se genera tiene la forma y = mx + b, donde y y x son variables (1/v y 1/[S], respectivamente) y m y b son constantes (Km/Vmáx y 1/Vmáx, en el mismo orden). La pendiente de la línea recta es Km/Vmáx (fig. 6.6). Como se indica en la figura 6.6, la intercepción sobre el eje vertical es 1/Vmáx. La intercepción sobre el eje horizontal es −1/Km.
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El siguiente es un ejemplo de un problema de cinética que utiliza la gráfica de Lineweaver-Burk.
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PROBLEMA 6.3
Considere la gráfica de Lineweaver-Burk de la figura 6.7. Identifique:
−1/Km
1/Vmáx
Km/Vmáx
Solución A = −1/Km
B = 1/Vmáx
Km/Vmáx = pendiente
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Reacciones de sustratos múltiples
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La mayoría de las reacciones bioquímicas implican dos o más sustratos. La reacción de sustratos múltiples (o multisustrato) más común, la reacción de dos sustratos, se representa como:
+
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En la mayoría de estas reacciones ocurre la transferencia de un grupo funcional específico desde un sustrato hacia el otro (p. ej., grupos fosfato o metilo), o bien se realizan reacciones de oxidación-reducción en las que las coenzimas redox (p. ej., NAD+/NADH o FAD/FADH2) son los sustratos. El análisis cinético de reacciones de dos sustratos es por necesidad más complicado que el de las reacciones con un sustrato. Sin embargo, para la mayoría de los casos a menudo basta con la determinación de la Km para cada sustrato (cuando el otro está presente en cantidades de saturación). Con base en el análisis cinético, las reacciones multisustrato pueden dividirse en dos clases: secuenciales y de doble desplazamiento.
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REACCIONES SECUENCIALES Una reacción secuencial no puede proceder sino hasta que todos los sustratos se han unido al sitio activo de la enzima. Existen dos mecanismos secuenciales posibles: el ordenado y el aleatorio. En un mecanismo ordenado de dos sustratos, el primer sustrato debe unirse a la enzima antes que el segundo para que la reacción proceda hasta la formación de producto. La notación para tales reacciones, creada por W. W. Cleland, es
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En un mecanismo secuencial aleatorio, los sustratos pueden unirse en cualquier orden y los productos se pueden liberar en cualquier orden.
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REACCIONES DE DOBLE DESPLAZAMIENTO En un mecanismo de doble desplazamiento, o de “ping-pong”, el primer producto se libera antes de que el segundo sustrato se una.
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En tal reacción, la enzima es modificada por la primera fase de la reacción; su forma original se restablece durante la segunda fase, en la que el segundo sustrato es convertido en producto.
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Inhibición enzimática
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La actividad de las enzimas puede ser inhibida. Las moléculas que reducen la actividad de una enzima, denominadas inhibidores, incluyen muchos fármacos, antibióticos, conservadores alimentarios, venenos y metabolitos de procesos bioquímicos normales. Las investigaciones sobre la inhibición y los inhibidores enzimáticos llevadas a cabo por los bioquímicos son importantes por varias razones. Lo primero y más notable es que en los seres vivos la inhibición enzimática es un medio importante para regular las vías metabólicas. Una gran cantidad de pequeñas biomoléculas son utilizadas comúnmente para modular las velocidades de reacciones enzimáticas específicas de modo que las necesidades del organismo sean satisfechas de manera consistente. En segundo lugar, numerosos tratamientos clínicos se fundamentan en la inhibición enzimática. Por ejemplo, muchos antibióticos y otros fármacos reducen o suprimen la actividad de enzimas específicas. El tratamiento más eficaz contra el SIDA utiliza varios fármacos que incluyen inhibidores de proteasas, moléculas que desactivan a una enzima vírica que se requiere para formar nuevos virus. Por último, las investigaciones sobre la inhibición enzimática han permitido a los bioquímicos desarrollar técnicas para indagar la arquitectura física y química y las propiedades funcionales de las enzimas.
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La inhibición enzimática puede ser reversible o irreversible. La inhibición reversible ocurre cuando el efecto inhibitorio de un compuesto se puede contrarrestar incrementando la concentración del sustrato o retirando el compuesto inhibidor mientras la enzima permanece intacta. La inhibición reversible es competitiva si el inhibidor y el sustrato se unen al mismo sitio, no competitiva si el inhibidor se une a un sitio distinto del sitio activo y acompetitiva si el sitio de unión al inhibidor se crea después de que el sustrato se une a la enzima. La inhibición irreversible ocurre cuando la unión al inhibidor desactiva de manera permanente la enzima, por lo común a través de una reacción covalente que la modifica químicamente.
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INHIBIDORES COMPETITIVOS Los inhibidores competitivos se unen de forma reversible a la enzima libre, y no al complejo ES, para formar un complejo enzima-inhibidor (EI, enzyme-inhibitor).
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El sustrato y el inhibidor compiten por el mismo sitio en la enzima. Tan pronto como el inhibidor se une, el acceso del sustrato al sitio activo queda bloqueado. La concentración del complejo EI depende de la concentración del inhibidor libre y de la constante de disociación KI:
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donde KI es una medida de la afinidad de unión de la enzima al inhibidor.
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Debido a que el complejo EI se disocia con facilidad, la enzima queda disponible de nuevo para unirse con el sustrato. En presencia de un inhibidor competitivo, la actividad de la enzima disminuye al aumentar Km, sin que cambie Vmáx (fig. 6.8), porque el complejo EI no participa en el proceso catalítico. Como Vmáx no cambia, el efecto de un inhibidor competitivo sobre la actividad se revierte al aumentar la concentración de sustrato. A [S] elevadas, todos los sitios activos se llenan con el sustrato y la velocidad de reacción alcanza el valor que se observa sin el inhibidor. La ecuación de Michaelis-Menten para la inhibición competitiva que toma en cuenta la formación de [EI] se obtiene incorporando un término para el efecto del inhibidor sobre Km:
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donde α = 1+[I]/Ki. El término α es una función tanto de la concentración del inhibidor competitivo como de su afinidad por el sitio activo de la enzima. El valor de Km (la [S] a la que v = 1/2 Vmáx) aumenta de manera proporcional al factor α en presencia del inhibidor. Al término αKm se le llama a menudo Km aparente (Kmap).
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Las sustancias que se comportan como inhibidores competitivos (p. ej., reducen la afinidad aparente de una enzima por el sustrato) suelen tener una estructura semejante a la del sustrato. Entre estas moléculas hay productos de la reacción, análogos del sustrato que no se metabolizan o derivados del sustrato. La succinato deshidrogenasa, una enzima del ciclo de Krebs del ácido cítrico (cap. 9), cataliza una reacción redox que convierte el succinato en fumarato.
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Esta reacción es inhibida por el malonato (fig. 6.9). Éste se une al sitio activo de la enzima, pero no puede ser convertido en producto. Las moléculas que semejan una estructura del estado de transición de un sustrato, conocidas como análogos del estado de transición, pueden ser inhibidores competitivos especialmente eficientes. Se unen al sitio activo de la enzima con mayor afinidad que el sustrato. El oseltamivir, que se usa para prevenir y tratar la influenza, se convierte en el hígado como un análogo del estado de transición del ácido siálico (un azúcar de nueve carbones). La unión del oseltamivir al sitio activo de la enzima viral neuraminidasa inhibe la escisión del ácido siálico de ciertas proteínas celulares anfitrionas, impidiendo con ello la liberación de nuevos virus desde las células infectadas.
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INHIBIDORES NO COMPETITIVOS En algunas reacciones catalizadas por enzimas el inhibidor puede unirse tanto a la enzima libre como al complejo enzima-sustrato:
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En estas circunstancias, que se denominan inhibición no competitiva, el inhibidor se une a un lugar distinto del sitio activo. La unión del inhibidor ocasiona una modificación en la conformación de la enzima, lo que impide la formación del producto (fig. 6.10). Los inhibidores no competitivos tienen escasa o nula semejanza estructural con el sustrato, pero pueden influir en la unión del sustrato si sus sitios de unión están en estrecha cercanía con el sitio de unión del sustrato. En algunos casos la inhibición no competitiva se revierte en parte aumentando la concentración de sustrato. El análisis de las reacciones inhibidas por inhibidores no competitivos a menudo es complejo porque suelen participar dos o más sustratos. De esta forma, las características de inhibición que se observan pueden depender en parte de factores como el orden en que se unen los diferentes sustratos. Además, para la unión de los inhibidores no competitivos existen dos determinaciones de KI.
+
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Dependiendo del inhibidor que se considere, los valores de estas constantes de disociación pueden ser o no equivalentes. Existen dos formas de inhibición no competitiva: la pura y la mixta. En la inhibición no competitiva pura (el inhibidor se une lejos del sitio activo), que es un fenómeno poco frecuente, ambos valores de KI son equivalentes. La inhibición no competitiva mixta (el inhibidor se une cerca del sitio activo) es en general más complicada debido a que los valores de KI son diferentes. La ecuación de Michaelis-Menten que describe la inhibición no competitiva mixta es
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donde α = 1+[I]/KIa y α′ = (1+[I]/KIb). En la inhibición no competitiva pura (p. ej., α = α′) los valores de Vmáx cambian, pero la Km permanece igual. En la inhibición no competitiva mixta se alteran los valores de ambos, Km (Kmap = α/α′Km) y Vmáx (Vmáxap = Vmáx/α′).
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INHIBIDORES ACOMPETITIVOS En la inhibición acompetitiva, que se considera un tipo poco frecuente de inhibición no competitiva, el inhibidor sólo se une al complejo enzima-sustrato, y no a la enzima libre. En consecuencia, el inhibidor es ineficaz a bajas concentraciones de sustrato porque hay muy poco complejo ES presente.
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La constante de disociación para el paso de unión de un inhibidor acompetitivo a una enzima es
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La inhibición acompetitiva se observa más fácilmente a una [S] alta. Cuando I se une al ES, el sustrato no queda libre para disociarse de la enzima y la Km (Kmap = Km/α′) disminuye, dando la apariencia de mayor afinidad por el sustrato. La ecuación de Michaelis-Menten que describe la inhibición acompetitiva es
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donde α′ = 1+[I]/KI′. Debido a que un inhibidor acompetitivo se une sólo a ES, el equilibrio E + S ⇌ ES se desplaza a la derecha dando como resultado aumentar la cantidad de ES disponible para unirse al inhibidor. El valor de Vmáx (Vmáxap = Vmáx/α′) disminuye por un factor de α′. La inhibición acompetitiva se observa más a menudo en el caso de enzimas que se unen a más de un sustrato.
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ANÁLISIS CINÉTICO DE LA INHIBICIÓN ENZIMÁTICA La inhibición competitiva, la no competitiva y la acompetitiva pueden distinguirse mediante gráficas de los dobles recíprocos (fig. 6.11a-e). En dos conjuntos de determinaciones de velocidad, la concentración de la enzima se mantiene constante. En el primer experimento se establecen la velocidad y los parámetros cinéticos (Km y Vmáx) de la enzima sin inhibir. En el segundo experimento se incluye una cantidad constante de inhibidor en cada análisis enzimático. La figura 6.11 exhibe los diferentes efectos que tienen los inhibidores sobre la actividad enzimática. La inhibición competitiva aumenta la Km de la enzima, pero la Vmáx permanece inalterada. (Esto se muestra en la gráfica de doble recíproco como un desplazamiento de la intercepción horizontal.) En la inhibición no competitiva pura (p. ej., KIa = KIb), Vmáx disminuye (p. ej., la intercepción vertical se desplaza); en este caso poco frecuente la Km no cambia porque los valores de k para la unión a la E y al complejo ES son los mismos. En la inhibición no competitiva mixta, estos valores de k difieren porque el sitio de unión del inhibidor está muy cerca del sitio activo y sus actividades de unión se interfieren mutuamente. En consecuencia, cambian Vmáx y Km. En tales casos las gráficas de 1/v contra 1/[S] se intersecarán a la izquierda del eje vertical ya sea arriba del eje horizontal si KI′ es mayor que KI, o abajo del eje si KI′ es menor que KI. En la inhibición acompetitiva cambian tanto Km como Vmáx, aunque su cociente (p. ej., la pendiente Km/Vmáx) permanece igual.
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INHIBICIÓN IRREVERSIBLE En la inhibición reversible el inhibidor puede disociarse de la enzima debido a que se une mediante enlaces no covalentes. Los inhibidores irreversibles usualmente se unen de forma covalente a la enzima, con frecuencia a la cadena lateral de un residuo de aminoácido del sitio activo. Por ejemplo, las enzimas que contienen grupos sulfhidrilo libres pueden reaccionar con agentes alquilantes como el yodoacetato:
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CONCEPTOS CLAVE 
La inhibición reversible de enzimas puede ser competitiva, no competitiva o acompetitiva.
Los inhibidores competitivos compiten con el sustrato por el mismo sitio en la enzima libre de forma reversible.
Los inhibidores no competitivos pueden unirse tanto a la enzima como al complejo enzima-sustrato porque se unen a un sitio distinto del sitio activo.
Los inhibidores acompetitivos sólo se unen al complejo enzima-sustrato y no a la enzima libre.
Los inhibidores irreversibles suelen unirse de modo covalente a la enzima.
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La gliceraldehído-3-fosfato deshidrogenasa, una enzima de la vía glucolítica (cap. 8), se inactiva mediante alquilación con yodoacetato. Las enzimas que utilizan grupos sulfhidrilo para formar enlaces covalentes con cofactores metálicos con frecuencia son inhibidos en forma irreversible por metales pesados (p. ej., el mercurio y el plomo). La anemia que es sintomática de envenenamiento por plomo se produce en parte por la unión de éste a un grupo sulfhidrilo de la ferroquelatasa. Ésta cataliza la inserción de Fe2+ en el grupo prostético hemo de la hemoglobina.
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El problema 6.4 está relacionado con la inhibición enzimática.
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PROBLEMA 6.4
Considere la gráfica de Lineweaver-Burk de la figura 6.12.
Línea A = reacción catalizada por enzima normal
Línea B = adición del compuesto B
Línea C = adición del compuesto C
Línea D = adición del compuesto D
Identifíquese el tipo de acción inhibitoria de los compuestos B, C y D.
Solución El compuesto B es un inhibidor competitivo porque sólo cambió la Km. El compuesto C es un inhibidor no competitivo puro porque sólo cambió la Vmáx. El compuesto D es un inhibidor acompetitivo porque cambia tanto la Km como la Vmáx.
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PROBLEMA 6.5
Una enzima tiene una Km de 10 μM. Cuando se agregan 5 μM de un inhibidor competitivo, se encuentra que la K1 es 2.5 μM. Determine a) el valor de α, y b) Kmap.
Solución El valor de α se determina como sigue:
α = 1 + [I]/KI = 1 + 5 μM/2.5 μM = 1 + 2 = 3
Kmap, el valor de la medición de Km cuando se inhibe la enzima, se calcula como sigue:
α = Kmap/Km
Kmap = αKm = (3)(10 mM) = 30 mM
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PREGUNTA 6.4
La yodoacetamida es un inhibidor irreversible de varias enzimas que tienen un residuo de cisteína en sus sitios activos. Tras examinar su estructura, pronostíquese el producto de la reacción de la yodoacetamida con una enzima así.

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ENZIMAS ALOSTÉRICAS Aunque el modelo de Michaelis-Menten es una herramienta inestimable, no explica las propiedades cinéticas de muchas enzimas. Por ejemplo, las gráficas de velocidad de reacción frente a concentración de sustrato de muchas enzimas con varias subunidades son a menudo sigmoideas en lugar de hiperbólicas, como lo predice el modelo de Michaelis-Menten (fig. 6.13). Estos efectos se ven en un grupo importante de enzimas denominadas enzimas alostéricas. Obsérvese que la curva de unión del sustrato de la figura 6.13 se parece a la curva de unión del oxígeno a la hemoglobina.
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Las propiedades de las enzimas alostéricas se discuten más adelante en este capítulo.
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PREGUNTA 6.5
Beber metanol puede producir ceguera en el ser humano, así como acidosis grave potencialmente letal. El metanol es tóxico porque es convertido a formaldehído y ácido fórmico en el hígado por las enzimas alcohol deshidrogenasa y aldehído deshidrogenasa. El envenenamiento con metanol se trata por medio de diálisis e infusiones de bicarbonato y de etanol. Explique por qué se utiliza cada tratamiento.
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Cinética enzimática, metabolismo y hacinamiento macromolecular
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El objetivo final de las investigaciones sobre cinética enzimática es desarrollar una comprensión realista del metabolismo de los seres vivos. A pesar del gran acervo de conocimientos acumulados durante muchas décadas acerca de las vías bioquímicas y de las propiedades cinéticas de las enzimas in vitro (“en vidrio”, es decir, determinadas en el laboratorio), la comprensión de los procesos metabólicos en las células “vivas” es difícil de lograr. Ahora se piensa que una razón importante de esta falta de éxito radica en las suposiciones de la ley de acción de masas. Según esta regla, cuando se calcula la constante de equilibrio de una reacción como
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se hace la suposición de que la velocidad de la reacción directa (hacia la derecha) es lineal (p. ej., directamente proporcional) para las concentraciones de A y B, y que la velocidad de la reacción inversa (kR) es lineal con respecto a la concentración de C. Para que sea válido el valor de Keq deducido para esta reacción o para cualquier otra, se asume además que 1) el sistema en el que ocurre la reacción es homogéneo (p. ej., la mezcla del contenido es uniforme) y 2) las moléculas que interactúan se mueven al azar y de manera independiente entre sí. Ahora se entiende que en condiciones de hacinamiento in vivo, ninguna de estas suposiciones parece cumplirse. El interior hacinado de las células es demasiado heterogéneo (p. ej., hay una enorme variedad de especies moleculares) y está repleto de macromoléculas, membranas, componentes citoesqueléticos y otros obstáculos que limitan el movimiento de las moléculas. Este fenómeno se denomina hacinamiento macromolecular. Entre sus efectos observados dentro de las células están el aumento de los valores de las concentraciones efectivas de las macromoléculas, la mejoría en el plegamiento de proteínas y en las afinidades de unión, los cambios de las velocidades de reacción y de las constantes de equilibrio y menores velocidades de difusión. Estos efectos son no lineales, o sea, son difíciles de predecir. Por ejemplo, los valores cinéticos in vivo (p. ej., Km, Vmáx y Keq) de cada reacción bioquímica dependen del coeficiente de actividad de su enzima y de las velocidades de difusión del sustrato y de las moléculas efectoras, ninguno de los cuales es fácil de describir en el ambiente heterogéneo de la célula. La lenta difusión del sustrato puede superarse segregando las reacciones en microcompartimentos en los que la concentración de sustrato es relativamente elevada, o incorporando algunas o todas las enzimas de una vía en complejos llamados metabolones, en los que los intermediarios de la vía se transfieren o “canalizan” directamente de un sitio activo al siguiente. Estos microambientes tienen su propia y singular composición iónica que promueve la eficiente operación de las enzimas que ahí residen. Es un gran reto para los bioquímicos identificar estas condiciones locales y duplicarlas in vitro para facilitar la investigación de enzimas específicas y determinar parámetros cinéticos realistas. Las discrepancias entre los resultados obtenidos in vivo, in vitro e in silico (mediante simulación por computadora) sugieren que una enzima aislada de su vía metabólica y de otras vías que la intersecan no funciona con los mismos parámetros cinéticos.
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A pesar de las intimidantes complejidades de las células vivas, los biólogos de sistemas se han empeñado en desarrollar nuevas estrategias para investigar los procesos metabólicos. A menudo este trabajo lo realizan ingenieros metabólicos, científicos industriales que mejoran las capacidades metabólicas de microorganismos que se utilizan en la manufactura de productos comerciales. Entre las herramientas más importantes usadas por los ingenieros metabólicos hay simulaciones dinámicas por computadora de procesos metabólicos basadas en datos obtenidos in vivo e in vitro. El modelo matemático en el que se basa la simulación por computadora se construye a partir de datos y de ecuaciones cinéticos que definen el flujo metabólico, la velocidad del flujo de metabolitos como sustratos, productos e intermediarios en las vías bioquímicas. (A pesar de las limitaciones de los valores de cinética in vitro recién descritos, se les reconoce como invaluables datos de referencia durante las primeras fases del desarrollo de modelos.) El fin último de una simulación por computadora es acercarse al comportamiento en estado de equilibrio dinámico in vivo de los procesos metabólicos y predecir cómo reaccionarán éstos a cambios de parámetros como la disponibilidad de nutrientes o a enzimas mutantes. Los conocimientos ya obtenidos a partir de simulaciones por computadora (véase Glucólisis y los motores a reacción, en el capítulo 8) garantizan que la modelación y la simulación de vías in silico serán más importantes en futuras investigaciones en cinética enzimática.