Capítulo 12: Control de la expresión génica

Las células que forman parte de un organismo multicelular contienen un juego completo de genes, a pesar de obvias diferencias en cuanto a su tamaño y forma. La información genética presente en las células eucariotas especializadas puede compararse a un archivo de planos para construir un edificio gigante de propósitos múltiples. En momentos distintos se necesitarán todos los planos, pero se consultará sólo a un grupo pequeño de ellos durante la construcción de algún piso o estancia precisos. Lo mismo ocurre en un huevo fecundado, el cual contiene un conjunto completo de instrucciones genéticas que de manera fidedigna se reproduce y distribuye a cada célula de un organismo en desarrollo, si bien en una célula particular se expresa sólo un subconjunto de genes. Los microorganismos unicelulares como las bacterias y los protistas también poseen un conjunto completo de genes, pero en un momento determinado se expresa sólo un subgrupo, dependiendo de los estímulos ambientales o la alimentación. De ese modo, las células de todos los organismos y microorganismos portan información genética mucho más abundante que la que utilizarán en un momento dado. Las células poseen mecanismos que les permiten la regulación precisa de su información genética y expresan los genes sólo cuando es necesario. En este capítulo los autores explorarán algunas de las variantes de las formas en que las células procariotas y las eucariotas controlan la expresión génica y con ello aseguran la síntesis de algunos ácidos ribonucleicos (RNA, ribonucleic acids) y ciertas proteínas, mientras se restringe la producción de otras moléculas de la misma naturaleza. Gran parte de los conocimientos sobre el control de la expresión génica se basa en estudios que exploraron un solo gen en diferentes circunstancias. Sin embargo, con el advenimiento de nuevas técnicas y la secuenciación de genomas completos, se comenzó a conocer la forma en que se regula todo el repertorio de genes expresados (como se ilustra en la figura de la primera página de este capítulo).

Organización de los genomas bacterianos

Los genomas procariotas están organizados en maneras diferentes, pero aquellos formados por ácido desoxirribonucleico (DNA, deoxyribonucleic acid) bicatenario circular son comunes. En organismos con genomas de este tipo prácticamente no hay exceso de DNA, casi todo el ácido en cuestión codifica RNA o proteínas y tiene un espaciamiento mínimo entre las unidades de transcripción individuales. Además, genes que intervienen en los mismos procesos biológicos por lo regular se agrupan en un solo conjunto para permitir la regulación coordinada de su expresión. Por ejemplo, un grupo de genes que intervienen en la formación de flagelos puede estar justo al lado de otro conjunto que interviene en el metabolismo de azúcares. Debido a tal disposición, es esencial que las decisiones del momento y el sitio para comenzar e interrumpir la transcripción o la traducción se regulen de manera precisa.

Operones bacterianos

Una bacteria vive en contacto directo con el ambiente, el cual puede cambiar de composición química de manera radical de un instante a otro. En un momento determinado un compuesto particular puede estar presente, mientras que en otro es posible que esté ausente. Considérense las consecuencias de transferir un cultivo bacteriano de un medio mínimo a uno que contiene: (1) lactosa o (2) triptófano.

1. La lactosa es un disacárido (fig. 2.16) compuesto de glucosa y galactosa, cuya oxidación puede proporcionar a la célula intermediarios metabólicos y energía. El primer paso en el catabolismo (p. ej., degradación) de la lactosa es la hidrólisis de la unión entre los dos azúcares (un enlace galactósido β), una reacción que cataliza la enzima galactosidasa β. Cuando las bacterias crecen bajo condiciones mínimas, no necesitan la enzima galactosidasa β. En medio mínimo, una célula promedio contiene menos de cinco moléculas de galactosidasa β y una sola copia del RNA mensajero (mRNA, messenger RNA) correspondiente. Algunos minutos después de adicionar lactosa al medio de cultivo, las células acumulan cerca de 1 000 veces el número de moléculas de galactosidasa β. La presencia de la lactosa induce la síntesis de esta enzima (fig. 12.1).

2. El triptófano es necesario para la síntesis de proteínas. En los seres humanos es un aminoácido esencial; debe provenir de los alimentos. En cambio, las bacterias sintetizan triptófano gracias a una serie de reacciones en las que se necesita la actividad de múltiples enzimas. Las células que crecen en ausencia de triptófano activan los genes que codifican tales enzimas. Sin embargo, si este aminoácido está disponible en el medio, las células no necesitan sintetizarlo y en pocos minutos se suspende la producción de las enzimas que participa en la elaboración de dicha molécula.

En las bacterias, los genes que codifican las enzimas de una vía metabólica suelen agruparse en un cromosoma formando un complejo funcional que se conoce como operón. Todos los genes que integran esta unidad se controlan de manera coordinada mediante un mecanismo que Francois Jacob y Jacques Monod, del Instituto Pasteur en París, describieron por primera vez en 1961. Un operón bacteriano típico consta de genes estructurales, un promotor, una región operadora y un gen regulador (fig. 12.2).

• Los genes estructurales de un operón, los cuales codifican las enzimas, suelen yacer uno junto a otro. La RNA polimerasa se mueve de un gen estructural al siguiente, transcribiéndolos en un solo mRNA. Un mensajero de esta naturaleza, que contiene información de varios polipéptidos, recibe el nombre de mRNA policistrónico. Éste después es traducido en las múltiples enzimas individuales de la vía metabólica.

• El promotor es el sitio donde la RNA polimerasa se une al DNA antes de iniciar la transcripción (pág. 442).

• El operador, que por lo general se localiza adyacente al promotor o se traslapa con él (fig. 12.4), sirve como sitio de unión para una proteína llamada represor. Éste es un ejemplo de una proteína reguladora de genes (un polipéptido que reconoce una secuencia específica dentro del DNA y se une a ésta con alta afinidad). Como se revisa en las secciones de este capítulo, las proteínas que se unen al DNA, como los represores bacterianos, tienen una función predominante para determinar si un segmento particular del genoma se transcribe o no.

• El gen regulador codifica la proteína represora.

La clave para la expresión del operón reside en la secuencia del operador y en la presencia o ausencia de un represor. Cuando éste se une al operador (fig. 12.3), impide que la polimerasa inicie la transcripción. La capacidad del represor para unirse con el operador e inhibir la transcripción depende de su conformación, que es regulada de manera alostérica por un compuesto clave en la vía metabólica (por ejemplo, la lactosa o el triptófano), como se describe en forma breve. La concentración de este componente metabólico fundamental es la que determina si el operador se encuentra activo o inactivo en un momento dado.

Operón trp

En un operón reprimible, como el del triptófano (o trp), el represor es incapaz de unirse al DNA operador por sí mismo. En cambio, dicha proteína se une al DNA sólo cuando forma un complejo con un factor específico, como el triptófano (fig. 12.23a), que funciona como un correpresor. En ausencia de triptófano, la conformación del represor impide que éste se una al operador, lo cual permite que la RNA polimerasa se una al promotor y transcriba los genes estructurales del operón trp, lo cual conduce a la producción de las enzimas que sintetizan el aminoácido en cuestión. Una vez que el triptófano está disponible, las enzimas para su producción ya no se requieren. Bajo estas condiciones el incremento de la concentración de dicho aminoácido lleva a la formación del complejo triptófano-represor, el cual se une al operador y bloquea la transcripción.

Operón lac

El operón lac es un grupo de genes que regula la producción de enzimas necesarias para degradar lactosa en las células bacterianas. Éste es un ejemplo de un operón inducible, en el cual la presencia de una sustancia metabólica fundamental (en este caso la lactosa) induce la transcripción de genes estructurales (fig. 12.3b). El operón lac contiene tres de estos genes en tándem: el gen z, que codifica la galactosidasa β; el gen y, que codifica la permeasa de galactósido (una proteína que promueve la entrada de la lactosa a la célula); y un gen a, que codifica la acetiltransferasa de tiogalactósido (una enzima cuya función fisiológica es poco clara). Si la lactosa está presente en el medio, el disacárido entra a la célula mediante la disminución de permeasa de galactósido en el sitio donde se une al represor lac, cambiando la conformación de éste e incapacitándolo para unirse a la región operadora del DNA. Esto permite que la RNA polimerasa transcriba al operón, a lo cual sigue la traducción de las tres proteínas codificadas. Por lo tanto, en un operón inducible la proteína represora sólo puede unirse al DNA en ausencia de lactosa, la cual funciona como un inductor.¹ Conforme la concentración de lactosa en el medio disminuye, el disacárido se disocia de su sitio de unión en la molécula represora, permitiendo así que el represor se una de nuevo al operador e inhiba la transcripción.

Represión mediante catabolitos Los represores (como los de los operones lac y trp) ejercen su influencia por control negativo, como la interacción entre el DNA y esta proteína inhibe la expresión de genes. El operón lac también se encuentra bajo control positivo, según se descubrió durante una investigación temprana del fenómeno llamado efecto de glucosa. Si a las células bacterianas se les alimenta tanto con glucosa como con otros sustratos (por ejemplo, lactosa o galactosa), éstas catabolizan primero dicho carbohidrato e ignoran los otros nutrientes. La glucosa en el medio actúa para suprimir la producción de varias enzimas catabólicas, como la galactosidasa β, necesarias para degradar las otras sustancias. En 1965 se realizó un hallazgo sorprendente: el AMP cíclico (cAMP, cyclic adenosine monophosphate), que antes se pensaba que sólo participaba en el metabolismo de organismos eucariotas, se detectó en células de E. coli. Se encontró que la concentración de cAMP en las células se relacionaba con la presencia de glucosa en el medio; a mayor concentración de glucosa, menor concentración de cAMP. Además, cuando se agregaba cAMP al medio en presencia de glucosa, las células sintetizaban de manera repentina las enzimas catabólicas que en condiciones normales estaban ausentes.

Aunque los medios exactos por los cuales la glucosa disminuye la concentración de cAMP se desconocen, el mecanismo mediante el que el cAMP supera el efecto de la glucosa se comprende bien. Como en las eucariotas, el cAMP actúa en las células procariotas al unirse a un polipéptido, en este caso a la proteína receptora de cAMP (CRP, cAMP receptor protein). Aunque la CRP por sí misma es incapaz de unirse al DNA, el complejo cAMP-CRP reconoce un sitio específico de la región controladora lac y se une a ella (fig. 12.4). La presencia del complejo cAMP-CRP unido ocasiona un cambio en la conformación del DNA, que permite que la RNA polimerasa transcriba el operón lac. El sitio de unión para RNA polimerasa en el promotor de dicho operón no tiene gran afinidad por su ligando, de tal forma que el comienzo de la transcripción es muy ineficiente, salvo que haya presencia del complejo cAMP-CRP. Incluso si hay lactosa y está inactivado el represor lac, la RNA polimerasa no puede transcribir el operón lac a menos que sean grandes las concentraciones de cAMP-CRP. Debido a que existe una relación inversa entre las concentraciones de CMP y las de glucosa, la transcripción del operón lac es regulada por los niveles de dicho carbohidrato. Conforme la glucosa es más abundante, las concentraciones del cAMP permanecen por debajo de las requeridas para promover la transcripción del operón.

Atenuación Puesto que el represor trp se une sólo al operador en presencia de triptófano, la concentración de este aminoácido constituye un mecanismo regulador que actúa por medio de retroalimentación y de esta manera controla la transcripción del operón. Una segunda forma de regulación por retroalimentación controla el operón trp al regir la terminación de la transcripción, un mecanismo conocido como atenuación. Al haber grandes concentraciones de triptófano, la RNA polimerasa cesa la transcripción poco después de haber comenzado en una región llamada la secuencia líder. En caso de que la concentración de dicho aminoácido sea baja, la transcripción no termina hasta que todo el operón se haya transcrito. El mecanismo de atenuación vincula estructuras de RNA secundarias alternativas al proceso de terminación de la transcripción. Una vez finalizada esta última, el RNA de la región líder se pliega en una de dos estructuras secundarias alternativas. Una de ellas es una señal de terminación de la transcripción que impide que la RNA polimerasa continúe hasta el final del operón. La estructura alternativa no contiene la señal de terminación mencionada y permite la transcripción de un solo mRNA que codifica todos los genes estructurales. La concentración de triptófano es el factor que regula la selección de alguna de las dos estructuras de RNA alternativas.

Ribointerruptores

En los últimos años un tipo de mecanismo diferente ha captado la atención de los investigadores que estudian la regulación génica bacteriana. Proteínas (como los represores lac y trp) no son las únicas moléculas reguladoras génicas que son influidas por la interacción con metabolitos pequeños. Se han identificado varios mRNA bacterianos capaces de unirse con notable especificidad a un metabolito pequeño, como la glucosamina o la adenina. El metabolito se fija a una región no codificadora 5′ muy estructurada del mRNA. Una vez unidos al metabolito, estos mRNA (o ribointerruptores), experimentan un cambio en su conformación plegada que les permite modificar la expresión de un gen implicado en la producción de ese metabolito. De esta manera, los ribointerruptores actúan por medio de un mecanismo de retroalimentación similar al de las estructuras de RNA alternativas que regulan la atenuación del operón trp. La mayoría de los ribointerruptores suprime la expresión génica bloqueando la terminación de la transcripción o el inicio de la traducción. Como los represores que actúan de manera conjunta con operones, los ribointerruptores permiten que las células ajusten su nivel de expresión génica en respuesta a cambios en la disponibilidad de determinados metabolitos. Dado que actúan sin la participación de cofactores proteínicos, es probable que dichos reguladores sean un legado de un mundo de RNA ancestral (pág. 454).

Una diferencia primaria entre los organismos procariotas y los eucariotas es la presencia de un núcleo en los segundos. Además, muchos de estos organismos con organelos membranosos tienen genomas de mucho mayor tamaño que asumen la forma de moléculas de DNA bicatenario dispuestas en cromosomas lineales que pueden visualizarse con facilidad durante la mitosis (como se muestra en la figura 12.22b). Antes de comentar la regulación de la expresión génica en eucariotas, se expondrán las consecuencias de ordenar a los genomas en compartimientos dentro del núcleo y la forma en que los grandes genomas son empacados en complejos de DNA y proteínas llamados cromatina. El DNA en organismos procariotas no está empacado en cromatina; como consecuencia, proteínas de unión al DNA específicas como la RNA polimerasa, represores y complejos CRP-cAMP se adhieren de manera directa a sus sitios preferidos. En cambio, las proteínas de unión al DNA en células eucariotas necesitan detectar sus sitios preferidos de fijación en el contexto de un complejo de DNA y proteínas intrincado.

Si se considera su importancia en el almacenamiento y la utilización de la información genética, el núcleo de una célula eucariota tiene una morfología más bien común (fig. 12.5). El contenido del núcleo se presenta como una masa amorfa y viscosa de material, encerrada por una envoltura nuclear compleja que forma una transición entre el núcleo y el citoplasma. Dentro del núcleo de una célula típica en interfase (es decir, que no está en proceso de mitosis) hay: (1) cromosomas, que se observan como fibras de nucleoproteína muy extendidas, denominadas cromatina; (2) uno o más nucléolos, que son estructuras electrodensas de forma irregular cuya función es sintetizar los RNA ribosómicos y el ensamble de los ribosomas (pág. 435), y (3) el nucleoplasma, una sustancia líquida en la que los solutos del núcleo se disuelven.

Envoltura nuclear

La separación del material genético de una célula y el citoplasma circundante puede ser la distinción más importante entre células eucariotas y procariotas, lo cual hace que la apariencia de la envoltura nuclear sea un punto de referencia de la evolución biológica. Dicho revestimiento consta de dos membranas celulares organizadas en forma paralela que están separadas por un espacio de 10 a 50 nm (fig. 12.6). En conjunto, las membranas mencionadas contienen más de 60 proteínas transmembrana distintas, que incluyen diversas especies que vinculan la membrana nuclear externa con elementos del citoesqueleto (fig. 12.6a). Las membranas nucleares interna y externa se fusionan en sitios que forman poros circulares que contienen ensambles complejos de proteínas. Una célula de mamífero promedio contiene varios miles de poros nucleares. Por lo general, la membrana externa está tapizada con ribosomas y se continúa con la membrana de retículo endoplásmico rugoso. El espacio entre las membranas está conectado de manera ininterrumpida a la luz del retículo endoplásmico (RE, endoplasmic reticulum) (fig. 12.6a).

La superficie interna de la envoltura nuclear de las células animales se une mediante proteínas integrales de membrana a una delgada red de filamentos que se conoce como lámina nuclear (fig. 12.7). Ésta brinda apoyo mecánico a la envoltura nuclear, sirve como sitio de unión para las fibras de cromatina en la periferia (fig. 12.6b) y participa en la duplicación y transcripción del DNA (aunque aún no se comprende por completo el mecanismo). Los filamentos de la lámina nuclear miden alrededor de 10 nm de diámetro y se componen de polipéptidos denominados láminas. Éstas son miembros de la misma superfamilia de polipéptidos que forman los filamentos intermedios de 10 nm del citoplasma (cuadro 9.2). Se piensa que el desensamble de la lámina nuclear previo a la mitosis se induce por fosforilación de las láminas.

Mutaciones en uno de los genes de la lámina (LMNA) son responsables de diversas enfermedades del ser humano, incluida una forma rara de distrofia muscular (llamada EDMD2) en la cual las células musculares contienen núcleos muy frágiles. Mutaciones en el gen LMNA también se han vinculado con una enfermedad llamada síndrome de progeria de Hutchinson-Gilford (HGPS, Hutchinson-Gilford progeria syndrome), que se caracteriza por envejecimiento prematuro y muerte durante la adolescencia a causa de ataque cardiaco o apoplejía. En la figura 12.7c se muestran los núcleos malformados de las células de un paciente con HGPS, lo cual demuestra la importancia de la lámina nuclear como un determinante de la estructura del núcleo. Resulta interesante notar que el fenotipo ilustrado en la figura 12.7c se ha rastreado hasta una mutación sinónima, es decir, que generó un codón diferente para el mismo aminoácido. En este caso, el cambio en la secuencia del DNA altera el modo en que se corta y empalma el transcrito del gen, lo cual conduce a la producción de una proteína más corta que causa el genotipo alterado. Este ejemplo ilustra el modo en que la secuencia de un gen sirve como un “código múltiple”, que puede dirigir la maquinaria de traducción o regular los mecanismos de corte y empalme y el plegamiento proteínico.

Complejo del poro nuclear y su función en el intercambio entre el núcleo y el citoplasma

La envoltura nuclear es la barrera entre el núcleo y el citoplasma, y los poros nucleares son las compuertas para cruzar esta barrera. A diferencia de la membrana citoplásmica, que previene el paso de macromoléculas entre el citoplasma y el espacio extracelular, la envoltura nuclear es un punto de actividad para el movimiento de RNA y proteínas en ambas direcciones entre el núcleo y el citoplasma. La replicación y la transcripción del material genético dentro del núcleo requieren la participación de un gran número de proteínas que se sintetizan en el citoplasma y se transportan a través de la envoltura nuclear. En cambio, los mRNA, los tRNA y las subunidades ribosómicas que se manufacturan en el núcleo deben transportarse en dirección opuesta. Algunos componentes, como los snRNA del empalmosoma (pág. 450), se mueven en ambas direcciones; éstos se sintetizan en el núcleo, se ensamblan en partículas de ribonucleoproteínas (RNP, ribonucleoproteins) en el citoplasma y luego regresan al núcleo, donde participan en el procesamiento de mRNA. Para apreciar la magnitud del tráfico entre los dos componentes celulares principales, considérese una célula de la cepa HeLa, que se estima con 10 000 000 ribosomas. A fin de ensamblar este gran número de organelos, un solo núcleo de una célula HeLa debe importar cerca de 560 000 proteínas ribosómicas y exportar alrededor de 14 000 subunidades ribosómicas cada minuto.

¿Cómo pasan todos estos materiales a través de la envoltura nuclear? En un abordaje inicial, una suspensión de diminutas partículas de oro se inyectó en células y su paso a través de la envoltura nuclear se observó mediante un microscopio electrónico. Como se ilustra en la figura 12.8a,b, estas partículas se mueven del citoplasma al núcleo en una sola fila que pasa por el centro de los poros nucleares. Micrografías electrónicas de células fijadas en el curso normal de sus actividades también muestran que ciertas partículas pueden pasar a través de un poro nuclear. La figura 12.8c presenta un ejemplo, en el que se presume que el material granular consiste en una subunidad ribosómica que pasa por uno de estos poros.

Con base en el hecho de que materiales tan grandes como las partículas de oro y las subunidades ribosómicas penetran por los poros nucleares, podría asumirse que estos conductos están abiertos, pero no es así. Los poros nucleares contienen un aparato complejo en forma de dona denominado complejo de poro nuclear (NPC, nuclear pore complex) que se extiende a través de la envoltura del núcleo, proyectándose tanto al citoplasma como al nucleoplasma. El NPC es un complejo supramolecular enorme (con una masa de 15 a 30 veces mayor que la de un ribosoma) que presenta simetría octagonal a causa de la repetición óctuple de varias estructuras (fig. 12.10).

A pesar de su tamaño y complejidad considerables, los NPC contienen sólo alrededor de 30 proteínas diferentes, denominadas nucleoporinas, que están muy conservadas entre las levaduras y los vertebrados. Hay múltiples copias de cada núcleoporina (8, 16 y 32), lo cual concuerda con la simetría octogonal de la estructura.

En las micrografías de la figura 12.9 y en los modelos de la figura 12.10 se observa la estructura de los NPC. En el centro hay un conducto rodeado por un anillo de nucleoporinas cuyo reordenamiento cambia el diámetro de la abertura de 20 a 40 nm. El NPC no es una estructura estática, como lo demuestra el hallazgo de que muchas de sus proteínas componentes se sustituyen con nuevas copias en lapsos que duran de segundos a minutos. Datos de estudios recientes sugieren que este intercambio dinámico de nucleoporinas puede intervenir en la activación de la transcripción de la cromatina vinculada con el NPC.

Entre las nucleoporinas hay un subgrupo de proteínas que tienen una gran cantidad de repeticiones de fenilalanina y glicina (FG, según su nombre de una sola letra) en su secuencia de aminoácidos. Las repeticiones FG se aglomeran en una región particular de cada molécula llamada dominio FG. Por su composición inusual de aminoácidos, los dominios FG tienen una estructura desordenada (pág. 57) que les confiere una organización extendida y flexible. Se cree que las nucleoporinas que contienen repeticiones FG recubren el conducto del NPC con sus dominios FG filamentosos extendiéndose hasta el centro del conducto. Los dominios FG forman una malla hidrófoba que impide la difusión libre de macromoléculas más grandes (mayores de 40 000 Da) entre el núcleo y el citoplasma.

En 1982, Robert Laskey y colaboradores del Medical Research Council of England, encontraron que la nucleoplasmina, una de las proteínas que más abundan en el núcleo de los ovocitos de anfibio, contiene un fragmento de aminoácidos cercanos a su grupo carboxilo terminal (C-terminal) que funciona como señal de localización nuclear (NLS, nuclear localization signal). Esta secuencia capacita a una proteína para que pase por los poros nucleares y penetre en el núcleo. La NLS mejor estudiada, o “clásica”, consiste en uno o dos fragmentos cortos de aminoácidos con carga positiva. El antígeno T codificado por el virus SV40, por ejemplo, contiene una señal de localización nuclear que se identifica como —Pro-Lys-Lys-Lys-Arg-Lys-Val—. Si un aminoácido no polar reemplaza a uno de los aminoácidos básicos en esta secuencia, la proteína no puede localizarse en el núcleo. Por el contrario, si esta NLS se fusiona con una proteína extranuclear, como la albúmina sérica, y se inyecta en el citoplasma, la proteína modificada se concentra en el núcleo. Por lo tanto, el direccionamiento de proteínas hacia el núcleo es similar en principio al tráfico de otras proteínas que se destinan a la segregación dentro de un organelo particular, como una mitocondria o un peroxisoma (pág. 316). En todos estos casos las proteínas poseen una “dirección” específica que es reconocida por un receptor determinado que media su transporte hacia el interior del organelo.

El estudio del transporte nuclear es un campo de investigación muy activo, impulsado por el desarrollo de sistemas in vitro capaces de importar de manera selectiva proteínas y RNP hacia el núcleo. Mediante estos sistemas los investigadores han identificado una familia de proteínas que funcionan como receptores de transporte móviles, que trasladan macromoléculas a través de la envoltura nuclear. Dentro de esta familia, las importinas mueven macromoléculas del citoplasma hacia el núcleo y las exportinas lo hacen en la dirección opuesta.

La figura 12.11a describe algunos de los pasos principales que ocurren durante la importación nuclear de una proteína (como la nucleoplasmina, que contiene una señal de localización nuclear clásica). La importación inicia cuando una proteína que contiene la NLS se une a un receptor de NLS soluble heterodimérico, conocido como importina α/β, que reside en el citoplasma (paso 1 de la fig. 12.11a). Al parecer el receptor de transporte escolta a la proteína a la superficie externa del núcleo donde ésta se ancla a los filamentos citoplásmicos que se extienden desde el anillo externo del complejo de poro nuclear (paso 2). La figura 12.11b muestra un número de partículas de oro unidas a estos filamentos; tales estructuras, que se transportaban a través del complejo del poro nuclear, se cubrieron con una proteína nuclear que contenía la NLS. Luego, el complejo receptor-proteína se mueve a través el poro nuclear (paso 3 de la fig. 12.11a) mediante una serie de interacciones sucesivas con los dominios FG de las nucleoporinas que contienen FG.

Una vez que las proteínas se desplazan a través del NPC, una proteína que se une al trifosfato de guanosina (GTP, guanosine triphosphate) llamada Ran impulsa la liberación de la proteína transportada en el interior del compartimiento nuclear. Igual que otras proteínas que se unen al GTP, como Sar1 (pág. 296) y EF-Tu (pág. 471) descritas en capítulos previos, Ran puede encontrarse en forma activa unida a GTP o inactiva unida a difosfato de guanosina (GDP, guanosine diphosphate). La función de Ran en la regulación del transporte entre el núcleo y el citoplasma se basa en mecanismos en los que la célula mantiene una alta concentración de Ran-GTP en el núcleo y un nivel muy bajo del mismo complejo en el citoplasma. El gradiente tan alto de Ran-GTP a través de la envoltura nuclear depende de la disposición en compartimientos de ciertas proteínas accesorias (fig. 15.21b). Una de éstas (llamada RCC1) está secuestrada en el núcleo, donde promueve la conversión de Ran-GDP en Ran-GTP y de esta forma mantiene las altas concentraciones nucleares de Ran-GTP. Otra proteína accesoria denominada (RanGAP1) reside en el citoplasma, donde induce la hidrólisis de Ran-GTP en Ran-GDP y de este modo conserva la concentración citoplásmica de Ran-GTP en un nivel bajo. Por lo tanto, la energía liberada por la hidrólisis de GTP se emplea en la conservación del gradiente de Ran-GTP a través de la envoltura nuclear. Como se revisa más adelante, este gradiente impulsa el transporte nuclear por un proceso que depende sólo de la difusión mediada por receptores; en este proceso no participan proteínas motoras o ATPasas.

Ahora puede regresarse a la descripción de la vía clásica de la importación mediante NLS. Cuando el complejo importina-carga llega al núcleo, lo recibe una molécula de Ran-GTP, que se une al complejo y causa su desensamble, como se indica en el paso 4 de la figura 12.11a. Ésta es la función aparente de las altas concentraciones de Ran-GTP en el núcleo: la promoción del desensamble de los complejos importados del citoplasma. La carga importada se libera en el nucleoplasma y una porción de receptor de NLS (la subunidad β de la importina) se lanza de regreso al citoplasma junto con la proteína Ran-GTP (paso 5). Una vez ahí, la molécula de GTP unida a Ran se hidroliza y se libera Ran-GDP de la subunidad β de la importina. El complejo Ran-GDP regresa al núcleo, donde se convierte de nuevo al estado unido a GTP para efectuar ciclos adicionales de actividad. La importina α se transporta de nuevo al citoplasma mediante una de las exportinas.

Ran-GTP desempeña una función importante el transporte de macromoléculas tanto hacia afuera como hacia dentro del núcleo. Recuérdese que, en esencia, Ran-GTP se confina al núcleo. Dicha molécula induce el desensamble de complejos importados, como se muestra en el paso 4 de la figura 12.11a, y promueve el ensamble de complejos de exportación. Las proteínas que salen del núcleo contienen secuencias de aminoácidos denominadas señales de exportación nuclear (NES, nuclear export signals), que son reconocidas por receptores de transporte que las acarrean a través de la envoltura nuclear hacia el citoplasma.

Transporte de RNA

Gran parte de las macromoléculas que se transportan hacia afuera del núcleo consiste en varios tipos de RNA (mRNA, RNA ribosómico [rRNA, ribosomal RNA], RNA nucleolar pequeño [snoRNA, small nucleolar RNA], miRNA [microRNA] y RNA de transferencia [tRNA, transfer RNA]), sintetizados en el núcleo y que actúan en el citoplasma o son modificados en este último y devueltos para que funcionen en el interior del núcleo. Estos RNA se desplazan a través de NPC en forma de RNP.

Al igual que ocurre con el transporte de proteínas, la movilización de RNA involucra la vinculación de receptores de transporte que desplazan complejos de mRNP a través de los poros nucleares. El envío de una mRNP del núcleo al citoplasma se relaciona con una remodelación extensa; ciertas proteínas se desprenden del mRNA, mientras que otras se agregan al complejo. Numerosos estudios demuestran un vínculo funcional entre el corte y empalme de pre-mRNA y la exportación de mRNA, sólo los mRNA maduros (p. ej., procesados por completo) pueden transportarse fuera del núcleo. Si una de estas moléculas aún contiene un intrón no sometido a corte y empalme, el RNA se retiene en el núcleo.

Cromosomas y cromatina

Los cromosomas parecen brotar de la nada al principio de la mitosis y desvanecerse una vez que la división celular concluye. La aparición y desaparición de los cromosomas hizo surgir en los citólogos una pregunta que los desafiaba: ¿Cuál es la naturaleza de los cromosomas en una célula no mitótica?

Empaquetamiento del genoma

Una célula humana promedio contiene cerca de 6 400 millones de pares de bases de DNA divididos entre 46 cromosomas (el valor de un número diploide de cromosomas). Cada uno de ellos contiene una molécula continua de DNA; entre más grande es un cromosoma, mayor es la cantidad de DNA que contiene. El cromosoma humano con un mayor tamaño contiene cerca de 300 millones de pares de bases. Si se considera que cada uno de éstos tiene una longitud de 0.34 nm, la cifra mencionada integraría una molécula de DNA que sería parte de un cromosoma cuya longitud excedería 10 cm. ¿Cómo es posible incluir 46 cromosomas en un núcleo de sólo 10 μm (1 × 10^–5 m) de diámetro y al mismo tiempo mantener el DNA en un estado accesible para las enzimas y las proteínas reguladoras?, ¿cómo se organiza la molécula única de DNA de cada cromosoma de modo que no se enrede en forma irremediable con las moléculas de otros cromosomas? Las respuestas radican en la notable manera en la que se empaqueta una molécula de DNA en una célula eucariota.

Nucleosomas: el nivel mínimo de organización cromosómica Los cromosomas se componen de DNA y proteínas relacionadas, que en conjunto se conocen como cromatina. El empaquetamiento ordenado del DNA eucariota depende de las histonas, un importante grupo de pequeñas proteínas que poseen un contenido inusualmente alto de los aminoácidos básicos arginina y lisina. Las histonas se dividen en cinco clases, que pueden distinguirse por su relación arginina/lisina (cuadro 12.1). Las secuencias de aminoácidos de las histonas, en particular H3 y H4, experimentaron pocos cambios durante largos periodos de la evolución. Por ejemplo, las histonas H4 tanto de guisantes como de vacas contienen 102 aminoácidos y sus secuencias difieren sólo en dos residuos. ¿Por qué están tan conservadas las histonas? Una razón es que éstas interactúan con el esqueleto de la molécula de DNA, que es idéntico en todos los organismos. Además casi todos los aminoácidos de una histona interactúan con otra molécula, ya sea DNA u otra histona. Como resultado, muy pocos aminoácidos de una histona pueden reemplazarse con otros sin afectar de manera significativa la función de la proteína.

Al principio del decenio de 1970 se encontró que cuando la cromatina se trataba con nucleasas inespecíficas, la mayor parte del DNA se convertía en fragmentos de casi 200 pares de bases de longitud. En cambio, cuando el DNA desnudo (p. ej., DNA sin proteínas) se trataba de manera similar, producía al azar una población de fragmentos de DNA de diferentes tamaños. Este hallazgo sugirió que el DNA cromosómico estaba protegido de ataques enzimáticos, excepto en ciertos sitios periódicos. Se supuso que las proteínas relacionadas con el DNA le conferían protección. En 1974, utilizando los datos obtenidos de la digestión por medio de nucleasas y otros tipos de información, Roger Kornberg propuso una estructura por completo nueva para la cromatina. Dicho investigador postuló que el DNA y las histonas se organizan en subunidades repetidas, denominadas nucleosomas. Ahora se sabe que cada nucleosoma contiene una partícula central que consiste en 146 pares de bases de DNA superenrollado (pág. 397) envuelto por lo menos dos veces alrededor de un complejo discoidal formado por ocho histonas (fig. 12.12a). El núcleo de cada nucleosoma consta de dos copias de cada tipo de histona (H2A, H2B, H3 y H4), ensambladas en un octámero, como se revisa más adelante (fig. 12.13a). La histona restante (la del tipo H1), reside fuera de la partícula central del nucleosoma. A ésta se le llama histona conectora porque se adhiere a parte del DNA conector que une una partícula central a la siguiente, es decir, un nucleosoma a otro. Estudios con fluorescencia indican que las moléculas H1 se disocian de la cromatina y vuelven a unirse a ella de forma continua. La proteína H1 y el octámero de histonas interactúan con alrededor de 168 pares de bases del DNA. Las moléculas H1 pueden retirarse de manera selectiva de las fibras de cromatina mediante tratamiento con soluciones de fuerza iónica baja. Cuando la cromatina libre de histonas H1 se observa bajo el microscopio electrónico, las partículas centrales de los nucleosomas y el DNA conector desnudo pueden observarse como elementos separados, como si fueran “cuentas de un collar” (fig. 12.12b).

La comprensión del empaquetamiento del DNA avanzó de manera notable en años recientes gracias a datos de imágenes de la partícula central del nucleosoma obtenidas mediante cristalografía por rayos X. Las ocho histonas que forman la partícula central de un nucleosoma se organizan en cuatro heterodímeros: dos dímeros H2A-H2B y dos dímeros H3-H4 (fig. 12.13a,b). La dimerización de las histonas está mediada por sus dominios terminales C, que constan sobre todo de hélices α (representadas por cilindros en la fig. 12.13c) plegadas en una masa compacta en el centro del nucleosoma. En cambio, los segmentos amino terminales de cada histona central (y también el segmento terminal C de la histona H2A), asumen la forma de una larga cola flexible (representada por líneas punteadas en la figura 12.13c) que se extiende a través de la hélice de DNA que rodea la partícula central. Durante años se pensó que las histonas eran estructuras inertes, pero los segmentos amino terminal que se extienden son objetivos para enzimas fundamentales que ayudan a que la cromatina sea accesible para ciertas proteínas. De este modo, la cromatina es un componente celular dinámico en el cual las histonas, ciertas proteínas reguladoras y diversas enzimas entran y salen del complejo de nucleoproteínas para facilitar las complicadas actividades de transcripción, compactación, replicación, recombinación y reparación del DNA.

La modificación de las histonas no es sólo un mecanismo para alterar las características de los nucleosomas. Además de las cuatro histonas centrales “convencionales” que se revisaron antes, también se sintetizan versiones alternativas de las histonas H2A y H3 en la mayor parte de las células. La importancia de estas variantes de histonas, como se denominan, aún no se determina, pero al parecer tienen funciones especializadas. La localización y las presuntas funciones de una de estas variantes, CENP-A, se analizan en la página 509. Otra variante, H2A.X, se distribuye en la cromatina, donde reemplaza a la histona convencional H2A en una fracción de los nucleosomas. H2A.X se fosforila en sitios de rotura del DNA y puede participar en el reclutamiento de las enzimas que lo reparan. Se ha dicho que otras variantes de histonas centrales (H2A.Z y H3.3) intervienen en numerosas actividades, incluyendo la activación de la transcripción, pero sus funciones aún no se determinan.

Esta sección se inició cuestionando la forma en la que un núcleo de 10 μm de diámetro puede empaquetar dentro de sus límites moléculas de DNA que en conjunto tienen una longitud 200 000 veces mayor. El ensamble de los nucleosomas es el primer paso importante en el proceso de compactación. Con un espacio de 0.34 nm entre nucleótidos adyacentes, los 200 pares de bases de un solo nucleosoma de 10 nm deben medir cerca de 70 nm de longitud si se extienden por completo. En consecuencia se dice que la tasa de empaquetamiento del DNA de los nucleosomas es ~7:1.

Niveles superiores de la estructura de la cromatina Una molécula de DNA embobinada alrededor de partículas centrales de nucleosomas de 10 nm de diámetro representa el nivel más bajo de organización de la cromatina. Sin embargo, la cromatina no existe dentro de la célula en su estado relativamente extendido, similar a las “cuentas de un collar”. Cuando la cromatina se libera del núcleo y se prepara con soluciones con concentraciones de iones fisiológicas, se observa una fibra de alrededor de 30 nm de grosor (fig. 12.14a). La estructura de dicha conformación permanece sujeta a debate a pesar de más de dos decenios de investigación. La figura 12.14b,c muestra dos modelos en los que el filamento nucleosómico se enrolla en un orden superior, una fibra más gruesa. Los modelos difieren en cuanto a la posición relativa de los nucleosomas dentro de la fibra. Investigaciones recientes favorecen el modelo en “zigzag” mostrado en la figura 12.14b, en el que nucleosomas sucesivos a lo largo del DNA se disponen en distintas pilas y los nucleosomas alternantes se convierten en vecinos interactivos. Sin considerar la forma en que lo anterior se realiza, el ensamble de la fibra de 30 nm incrementa la tasa de empaquetamiento unas seis veces más, o cerca de 40 veces en total.

El mantenimiento de las fibras de 30 nm depende de la interacción entre las histonas y los nucleosomas vecinos. Las histonas conectoras y las nucleares participan en un empaquetamiento de orden superior de la cromatina. Si, por ejemplo, las histonas conectoras H1 se extraen de manera selectiva de la cromatina compactada, las fibras de 30 nm se desenrollan para formar las cuentas de filamentos más delgados y extendidos que se muestran en la figura 12.12b. La nueva adición de histonas H1 conduce a la restauración de la estructura de orden superior. Las histonas centrales de nucleosomas adyacentes pueden interactuar entre sí por medio de sus colas flexibles y largas. Estudios estructurales indican, por ejemplo, que la cola amino terminal de una histona H4 de una partícula nuclear de nucleosoma puede alcanzar el exterior y hacer contacto extenso tanto con el DNA conector como con el dímero H2A/H2B de las partículas adyacentes. Se cree que estos tipos de interacción median el plegamiento de los filamentos nucleosómicos en fibras mucho más gruesas. De hecho, las fibras de cromatina preparadas con histonas H4 que pierden sus colas son incapaces de plegarse en fibras de un orden superior.

Se cree que la siguiente etapa en la jerarquía del empaquetamiento de DNA ocurre cuando los filamentos de cromatina de 30 nm se organizan en una serie de asas muy amplias superenrolladas, o dominios, que pueden compactarse en fibras aún más gruesas (de 80 a 100 nm). Al parecer las asas de DNA se unen en sus bases con proteínas que forman parte de un andamiaje nuclear organizado. Por lo general las asas de las fibras de cromatina se diseminan dentro del núcleo y no es posible visualizarlas, pero su presencia puede revelarse en ciertas circunstancias. Por ejemplo, cuando cromosomas mitóticos aislados se tratan con reactivos que extraen las histonas, puede verse que el DNA desnudo se extiende hacia afuera como asas que provienen de un andamio de proteínas (fig. 12.15a). Entre las proteínas que, según los expertos, intervienen de manera decisiva para conservar estos bucles de DNA está la cohesina, conocida mejor por su participación para conservar unidas las moléculas de DNA replicadas, durante la mitosis (sección 14.2). La cohesina es una proteína anular que puede actuar como se señala en la figura 12.15b.

Los cromosomas mitóticos representan la última etapa del empaquetamiento de la cromatina; un cromosoma mitótico de 1 μm de longitud suele contener cerca de 1 cm de DNA, lo que representa una tasa de empaquetamiento de 10 000:1. Esta compactación ocurre por un proceso que aún no está bien comprendido, y se revisa en la sección 14.2. La figura 12.16 presenta una sinopsis de los varios niveles de organización de la cromatina, desde el filamento nucleosómico hasta un cromosoma mitótico.

Heterocromatina y eucromatina

Una vez que la mitosis termina, la mayor parte de la cromatina (que se encuentra en forma de cromosomas mitóticos) regresa a su condición de interfase difusa. Sin embargo, por lo general cerca de 10% de la cromatina permanece en forma condensada durante esta etapa del ciclo celular. Esta cromatina compactada que se tiñe de forma densa puede apreciarse en la periferia del núcleo, a menudo cerca de la lámina nuclear, en la figura 12.5a. La cromatina que se mantiene compactada durante la interfase se conoce como heterocromatina para lograr distinguirla de la eucromatina, la cual retorna al estado disperso. Cuando se cultivan células con un precursor de RNA marcado con [H³]uridina radiactiva y después se fijan, cortan y someten a una autorradiografía, las acumulaciones de heterocromatina no se marcan, lo que indica que tienen poca o ninguna actividad transcripcional. Se piensa que las regiones periféricas del núcleo contienen factores que reprimen la transcripción, lo cual genera un entorno favorable para la localización de la heterocromatina. Como se discutirá más adelante, el estado de una región particular del genoma, sea eucromática o heterocromática, se hereda de manera estable de una generación celular a la siguiente.

La heterocromatina se divide en dos clases. La heterocromatina constitutiva permanece en el estado compactado en todas las células durante todo el tiempo y por lo tanto, representa el DNA que en forma permanente no se transcribe. En las células de mamífero, la mayor parte de la heterocromatina constitutiva se encuentra en la región que flanquea los telómeros y el centrómero de cada cromosoma y en otros sitios escasos, como la parte distal del brazo del cromosoma Y en mamíferos machos. El DNA de la heterocromatina constitutiva consiste sobre todo en secuencias repetidas (pág. 401) y contiene hasta cierto punto pocos genes. De hecho, cuando los genes que en condiciones normales son activos se mueven a una posición adyacente a estas regiones como resultado de transposición o translocación, tienden a inactivarse. Este fenómeno se conoce como efecto de posición. Se cree que la heterocromatina contiene componentes cuya influencia puede propagarse cierta distancia y afectar a genes cercanos. Al parecer, la diseminación de la heterocromatina a lo largo de los cromosomas es bloqueada por secuencias especializadas que actúan como barrera (elementos de frontera) en el genoma. La heterocromatina constitutiva también inhibe la recombinación genética entre secuencias repetitivas homólogas. Este tipo de recombinación puede producir duplicaciones y deleciones del DNA (fig. 10.22).

La heterocromatina facultativa es cromatina que se ha inactivado de manera específica durante ciertas fases de la vida de un organismo o en ciertos tipos de células diferenciadas (como en la fig. 17.9b). Un ejemplo de heterocromatina facultativa puede observarse al comparar células de mamíferos hembra con células de macho. Las de los últimos tienen un pequeño cromosoma Y y un cromosoma X mucho más grande. Como estos dos cromosomas tienen pocos genes en común, los machos poseen una sola copia de la mayor parte de los genes que se portan en los cromosomas sexuales. Aunque las células de las hembras contienen dos cromosomas X, sólo uno de ellos tiene actividad transcripcional. El otro permanece condensado como un cúmulo de heterocromatina (fig. 12.17a) llamado corpúsculo de Barr, en honor del investigador que lo descubrió en 1949. La formación del corpúsculo de Barr asegura que las células tanto de hembras como de machos tengan el mismo número de cromosomas X activos y por lo tanto, sinteticen cantidades equivalentes de los productos codificados por los genes que están incluidos en el cromosoma X.

Inactivación del cromosoma X Con base en sus estudios sobre la herencia del color del pelaje en ratones, la genetista británica Mary Lyon propuso lo siguiente en 1961:

1. La heterocromatinización del cromosoma X en mamíferos hembras ocurre durante la fase temprana del desarrollo embrionario y conduce a la inactivación de los genes en ese cromosoma.

2. La heterocromatinización en el embrión es un proceso aleatorio, en el sentido de que los cromosomas X que derivan del padre y los que provienen de la madre tiene la misma probabilidad de inactivarse en cualquier célula determinada. En consecuencia, en el momento de la inactivación, el cromosoma X paterno puede inactivarse en una célula del embrión y el materno puede hacerlo en una célula vecina. Una vez que se ha desactivado un cromosoma X, su estado heterocromático se transmite a través de muchas divisiones celulares, de modo que el mismo cromosoma X es inactivo en todos los descendientes de esa célula en particular. El proceso de inactivación del cromosoma X se estudia mejor in vitro durante la diferenciación de células madre embrionarias (ES, embryonic stem) de ratón. Estas últimas provienen de embriones en fase muy temprana (pág. 21) y por lo tanto poseen dos cromosomas X activos.

3. La reactivación del cromosoma X heterocromatinizado tiene lugar en células germinales antes del inicio de la meiosis. En consecuencia, los dos cromosomas X son activos durante la ovogénesis y todos los gametos reciben un cromosoma X eucromático.

La hipótesis de Lyon pronto se confirmó.² Puesto que los cromosomas X tanto paternos como maternos pueden contener alelos diferentes para el mismo rasgo, las hembras adultas son en un sentido mosaicos genéticos, en los que alelos diferentes funcionan en células distintas. El mosaicismo del cromosoma X se refleja en la coloración en parches del pelaje de algunos animales, incluyendo los gatos calicó (fig. 12.17b,c). Como los genes de la pigmentación en los humanos no se localizan en el cromosoma X, en ellos no se observa el fenómeno de “mujeres calicó”. No obstante, el mosaicismo que se debe a la inactivación del cromosoma X puede demostrarse en personas del sexo femenino. Por ejemplo, si un rayo angosto de luz roja o verde se proyecta en los ojos de una mujer que es portadora heterocigótica de ceguera a los colores rojo y verde, parches de células retinianas con defectos en la visión del color pueden encontrarse mezclados entre regiones de células normales.

El mecanismo que ocasiona la inactivación del cromosoma X ha sido un foco de atención desde un informe publicado en 1992, que sugiere que la inactivación la inicia una molécula de RNA no codificador (más que una proteína), que se transcribe desde uno de los genes (llamado XIST en humanos) en el cromosoma X que se inactiva (X_i). El RNA de XIST es un transcrito muy grande (de más de 17 kb de longitud), lo cual lo distingue de otros RNA no codificantes que tienden a ser muy pequeños. Debido a su tamaño, XIST se describe como un RNA no codificador largo (lncRNA, long noncoding RNA) y representa sólo el primer elemento de una lista cada vez mayor de lncRNA que se han identificado como factores reguladores de actividades celulares. De hecho, se piensa que al menos siete lncRNA diferentes intervienen en la inactivación del cromosoma X; sólo se incluirá XIST en esta discusión. El RNA de XIST se acumula de manera selectiva a todo lo largo del cromosoma X a partir del cual se transcribe, donde permite reclutar a algunos complejos proteínicos que inactivan los genes en sitios preseleccionados.³ El gen XIST es necesario para iniciar la inactivación, pero no para mantenerla de una generación celular a la siguiente. Dicha conclusión se basa en el descubrimiento de que las células tumorales de ciertas mujeres contienen un cromosoma X inactivado cuyo gen XIST se eliminó. Se cree que la inactivación se mantiene mediante la metilación del DNA (pág. 531) y modificaciones de histonas, como se revisa en la siguiente sección.

Código de las histonas y formación de la heterocromatina

La figura 12.13c muestra un modelo esquemático de una partícula central de nucleosoma con sus colas proyectándose hacia fuera. No obstante, éste es sólo un retrato muy general que oculta importantes diferencias entre los nucleosomas. Las células contienen un ordenamiento destacado de enzimas que son capaces de agregar grupos químicos a aminoácidos específicos de las colas de las histonas, o removerlos de ellos. Los residuos que pueden modificarse (de manera notable por metilación, acetilación, fosforilación o ubicuitinación), están representados por las barras de color en la figura 12.18. Hace pocos años surgió una hipótesis que se conoce como el “código de las histonas”, que postula que el estado de actividad de una región de la cromatina depende de modificaciones específicas, o combinaciones de ellas, de las colas de las histonas en esa región. En otras palabras, el patrón de modificaciones que adorna las colas de las histonas centrales contiene información codificada que determina las propiedades de esos nucleosomas. Ciertos estudios sugieren que las modificaciones de las colas de las histonas actúan de dos maneras para influir en la estructura y la función de la cromatina.

1. Los residuos modificados sirven como sitios de acoplamiento para reclutar a un grupo específico de proteínas que no son histonas, que luego determinan las propiedades y las actividades de ese segmento de cromatina. En la figura 12.19 se observa una muestra de algunas de las proteínas específicas que se unen de manera selectiva a residuos modificados de las histonas. Cada una de las proteínas unidas a las histonas de la figura 12.19 es capaz de modular algún aspecto de la actividad o la estructura de la cromatina.

2. Los residuos modificados alteran la manera en que las colas de las histonas de nucleosomas vecinos interactúan entre sí o con el DNA al cual están unidos. Cambios en estos tipos de interacciones pueden conducir a alteraciones en la estructura de mayor orden de la cromatina. Por ejemplo, la acetilación del residuo de lisina que se encuentra en la posición 16 de la histona H4 impide que ésta interactúe con una histona H2A de un nucleosoma adyacente, lo cual as su vez inhibe la formación de la fibra compacta de cromatina de 30 nm.

Por ahora, la discusión se limitará a la manera en la que ocurre la formación de la heterocromatina, por ejemplo, durante la desactivación del cromosoma X. En favor de la sencillez, la descripción se enfoca en la modificación de un solo residuo (la lisina 9 de la histona H3), lo cual ilustra los principios generales mediante los cuales las células utilizan el código de las histonas. Las acciones de otras modificaciones de las histonas se indican en la figura 12.18, mismas que se explican en la leyenda de la misma. Otro ejemplo se describe en la página 527. Como se explica con detalle en este capítulo, en años recientes se han desarrollado técnicas que permiten analizar los cambios que afectan la transcripción del genoma (como las modificaciones de las histonas) en un nivel global, en lugar de estudiar modificaciones en un solo gen a la vez. Esto ha brindado una visión mucho más amplia de la importancia general de cada uno de estos fenómenos, lo cual no era posible hasta hace sólo algunos años.

La comparación entre los nucleosomas presentes en el interior de la heterocromatina y aquellos localizados en la eucromatina reveló una diferencia sobresaliente. Los residuos de lisina en la posición número 9 (Lys9 o K9) de las histonas H3 localizadas en los dominios de heterocromatina están muy metilados, mientras que este mismo residuo tiende a acetilarse en los dominios de eucromatina. La eliminación de los grupos acetilo de las histonas H3 y H4 es uno de los pasos iniciales para la conversión de eucromatina en heterocromatina. La corelación entre la represión de la transcripción y las desacetilación de las histonas puede observarse si se compara el cromosoma X heterocromático inactivo de las células femeninas (que contiene histonas desacetiladas) con el cromosoma X eucromático activo (cuyas histonas presentan un nivel normal de acetilación) (fig. 12.20). La desacetilación de las histonas se acompaña de la metilación de H3K9, la cual se cataliza por una enzima (una metiltransferasa de histonas) que al parecer se dedica sólo a esta tarea. En los seres humanos esta enzima, denominada SUV39H1, puede encontrarse en el interior de la heterocromatina, donde es capaz de estabilizar la naturaleza heterocromática de esta región por medio de su actividad de metilación.

La formación de una lisina metilada en la posición número 9 le confiere a la cola de la histona H3 una propiedad importante: la capacidad de unirse con alta afinidad a proteínas que contienen un dominio particular, llamado cromodominio. El genoma humano contiene por lo menos 30 proteínas con cromodominios, de las cuales la mejor estudiada es la proteína heterocromática 1 (HP1, heterochromatic protein 1). Ésta participa en la formación y el mantenimiento de la heterocromatina. Se piensa que una vez que la HP1 se une a una cola de H3, interactúa con otras proteínas, que incluyen a (1) la enzima SUV39H1, que metila el residuo H3K9, y (2) otras moléculas de HP1 en nucleosomas cercanos. Estas propiedades de unión de la molécula de HP1 promueven la formación de una red interconectada de nucleosomas metilados, lo que conduce a la formación del dominio de cromatina compactada de un orden superior (fig. 12.21). Lo que es más importante, este estado se transmite a través de las divisiones celulares de una generación celular a la siguiente (como se expone en la pág. 510). Modificaciones de histonas presentes en la célula progenitora de alguna manera deben instruir la formación de las mismas transformaciones en nucleosomas recién depositados en las células hijas. No hay suficientes conocimientos del mecanismo por el cual se produce tal fenómeno.

Estudios realizados en varios microorganismos indican que RNA pequeños, de naturaleza similar a la de los que participan en la interferencia del RNA (pág. 457), desempeñan una función importante en la selección de una región particular del genoma para que experimente metilación de H3K9 y heterocromatinización posterior. En la figura 12.21 se presenta un modelo que muestra el tipo de eventos que al parecer ocurren durante el ensamblaje de la heterocromatina. Los RNA derivados de elementos muy repetitivos (como los centrómeros) o provenientes de regiones que poseen elementos transponibles son procesados por la vía de interferencia del RNA y reclutan enzimas que modifican histonas, incluidas las metiltransferasas de histonas que modifican la lisina 9 en la histona H3. Las modificaciones que ocurren de esta manera reclutan miembros de la familia de proteínas con cromodominio HP1, lo cual induce la formación de heretocromatina y la inactivación de genes. Esto es particularmente importante para la inactivación de elementos transponibles móviles y quizá de DNA viral. Si se eliminan componentes de la maquinaria que se encarga de la interferencia del RNA (RNAi, RNA interference), la metilación de H3K9 y la heterocromatinización se alteran. Además de su participación en la formación de la heterocromatina, la maquinaria de la RNAi también podría participar en el mantenimiento del estado heterocromático de una generación celular a la siguiente. Estos datos señalan una actividad más de los RNA no codificadores en una lista de funciones que va en rápido crecimiento. Puesto que ahora se cree que la mayor parte del genoma se transcribe (pág. 461), no debe ser sorprendente descubrir que los RNA tienen una función importante en la regulación de muchos de los cambios que se sabe que ocurren en la estructura de la cromatina durante el desarrollo embrionario o como respuesta a estímulos fisiológicos.

Estructura de un cromosoma mitótico

El estado hasta cierto punto disperso de la cromatina de una célula en interfase favorece las actividades de dicha etapa del ciclo celular, como la replicación y la transcripción. En cambio, la cromatina de una célula mitótica se encuentra en un estado muy condensado que favorece la distribución de DNA a cada célula hija. Cuando un cromosoma experimenta compactación durante la profase mitótica, adopta una forma distinta y predecible determinada sobre todo por la longitud de la molécula de DNA en dicho cromosoma y la posición del centrómero (la cual se explica más adelante). Los cromosomas mitóticos de una célula en división pueden visualizarse con la técnica que se ilustra en la figura 12.22a. En este método se rompe una célula en división y los cromosomas mitóticos del núcleo celular se diseminan y se fijan a la superficie de un portaobjetos sobre un área muy pequeña, como en la figura 12.22b. Los cromosomas que se muestran en dicha imagen se prepararon con una metodología de tinción en la que las preparaciones cromosómicas se incuban con sondas fluorescentes de DNA de colores distintos que se unen de manera específica a cromosomas particulares. Por medio de diferentes combinaciones de sondas de DNA y de técnicas de visualización asistidas por computadora, cada cromosoma puede “pintarse” con un “color virtual” distinto, lo que permite que cualquier observador entrenado los identifique. Además de la imagen a color que proporciona, esta técnica también permite obtener una resolución suprema, que facilita a los genetistas clínicos distinguir aberraciones cromosómicas que de otra forma se ignorarían (véase la fig. 2 de la sección “Perspectiva humana” de este capítulo).

Si se cortan los cromosomas individuales de una fotografía como la de la figura 12.22b, pueden formarse pares con sus cromosomas homólogos (23 pares en los humanos) y ordenarse según su tamaño de mayor a menor como se ilustra en la figura 12.22c. Una preparación de este tipo se conoce como cariotipo. Los cromosomas que se muestran en la figura 12.22c se prepararon mediante un procedimiento de tinción que confiere una apariencia de bandeo a los cromosomas. El patrón de estas bandas es muy característico de cada cromosoma en cada especie y da la pauta para identificar cromosomas y compararlos con especies distintas (véase la fig. 3 de la sección “Perspectiva humana” de este capítulo). Los cariotipos se preparan de manera sistemática a partir de cultivos de células sanguíneas y se utilizan para examinar a individuos con anomalías cromosómicas. Como se señala en la sección “Perspectiva humana”, con estas técnicas pueden detectarse cromosomas adicionales, faltantes o alterados.

Telómeros

A diferencia de casi todos los cromosomas de procariotas que consisten en una molécula circular de DNA, cada cromosoma eucariota contiene una sola molécula continua de ácido desoxirribonucleico. Las puntas de cada molécula de DNA están compuestas por un tramo inusual de secuencias repetidas llamado telómero, que forma una cubierta en cada extremo del cromosoma. Los telómeros humanos contienen una secuencia $TTAGGGAATCCC$ que se repite cerca de 500 a 5 000 veces (fig. 12.23a). A diferencia de casi todas las secuencias repetidas que varían de manera considerable entre diferentes especies, la misma secuencia telomérica se encuentra en los vertebrados y secuencias parecidas se describen en la mayor parte de otros organismos. Esta similitud secuencial sugiere que los telómeros tienen una función conservada en diversos organismos.

Como se explica en el capítulo 13, las polimerasas de DNA no pueden iniciar la síntesis de una cadena de DNA, sino que sólo agregan nucleótidos al extremo 3′ de una cadena existente. La replicación se inicia en el extremo 5′ de cada cadena recién formada mediante la síntesis de un cebador corto de RNA (paso 1 de la fig. 12.24a) que luego se retira (paso 2). A causa de este mecanismo, y por los pasos adicionales del procesamiento mostrados en el paso 3, el extremo 5′ de cada cadena recién sintetizada carece de un pequeño segmento de DNA. Como resultado, la cadena con el extremo 3′ sobrepasa a la cadena con el extremo 5′. Más que existir como una sola cadena con un extremo no protegido, la hebra que sobresale se “pliega sobre sí misma” en la porción de doble cadena del telómero para formar un asa como la que se ilustra en la figura 12.24b. Al parecer esta conformación protege el extremo telomérico del DNA. Se han identificado diversas proteínas que se unen al DNA que se fijan de manera específica a los telómeros y que son esenciales para su función. La proteína ligada a los cromosomas de la figura 12.23b interviene para regular la longitud de los telómeros en las levaduras. El DNA telomérico de células animales se adhiere a un complejo proteínico de seis subunidades llamado shelterina (“protectina”). Entre otras funciones, dicho complejo impide que el aparato de reparación de DNA de la célula confunda los extremos del DNA telomérico con cadenas de DNA dañadas o rotas, situación que tendría graves consecuencias en la integridad del genoma.

Si las células no fueran capaces de replicar los extremos de su DNA, se esperaría que los cromosomas fueran más cortos con cada ciclo de división celular (fig. 12.24a). Este predicamento se denomina “el problema de la replicación de los extremos”. El principal mecanismo mediante el que los organismos resuelven dicha dificultad se dilucidó en 1984, cuando Elizabeth Blackburn y Carol Greider, de la University of California, en Berkeley, descubrieron una nueva enzima, llamada telomerasa, que puede agregar nuevas repeticiones al extremo 3′ de la cadena sobresaliente (fig. 12.24c). Una vez que el extremo 3′ de la cadena se alarga, una polimerasa convencional de DNA puede utilizar el segmento 3′ recién sintetizado como una plantilla para regresar el extremo 5′ de la cadena complementaria a su longitud normal. La telomerasa es una transcriptasa inversa que sintetiza DNA mediante el uso de una plantilla o molde de RNA. A diferencia de la mayor parte de las transcriptasas inversas, esta enzima por sí misma contiene el RNA que le sirve como plantilla (fig. 12.24c).

Los telómeros son partes muy importantes de los cromosomas: son necesarios para la replicación completa de éstos; forman capas que protegen a los cromosomas del ataque de nucleasas y otras influencias desestabilizantes e impiden que los extremos de los cromosomas se fusionen entre sí. La figura 12.25 muestra cromosomas mitóticos de un ratón que se manipularon por medios genéticos para que carecieran de telomerasa. Muchos de estos cromosomas experimentaron la fusión de sus extremos, lo que produjo consecuencias catastróficas como la fractura de los cromosomas en las divisiones celulares subsecuentes. Experimentos recientes sugieren funciones adicionales para los telómeros, que aún son tema de investigaciones actuales.

Supóngase que un investigador toma una pequeña biopsia de piel, aísla una población de fibroblastos de la dermis y permite que éstos crezcan en un medio de cultivo enriquecido. Los fibroblastos se dividirían cada día hasta cubrir la caja de cultivo. Si una fracción de estas células se removiera del primer medio y se sembrara en otro, tales células deberían proliferar de nuevo y cubrir la segunda de cultivo. Aunque podría pensarse que es posible subcultivar de forma indefinida estas células (como se creyó durante la primera mitad del siglo pasado), no es así. Las células dejan de dividirse por completo después de 50 a 80 duplicaciones de la población y comienza una fase conocida como senescencia replicativa, tal como descubrieron Leonard Hayflick y Paul Moorhead en 1961 en el Winstar Institute en Philadelphia. Si se comparara la longitud promedio de los telómeros en los fibroblastos al principio y al final de los experimentos, se encontraría una disminución drástica a través del tiempo de cultivo. Los telómeros se acortan porque la mayor parte de las células pierde la enzima telomerasa y es incapaz de evitar la pérdida de sus extremos cromosómicos. Los telómeros de los cromosomas se acortan de manera progresiva con cada división celular; el acortamiento continúa hasta un punto crítico en el cual se activa una respuesta fisiológica dentro de las células, la cual impide que éstas crezcan y se dividan (fig. 12.26). Como se discute en la leyenda de la figura, sólo las células capaces de reanudar la expresión de telomerasa continúan proliferando de manera indefinida. Éstas no sólo siguen dividiéndose, sino que lo hacen sin mostrar signos del proceso normal de envejecimiento fisiológico que se observan en cultivos testigos.

Aunque la telomerasa está ausente de casi todas las células del organismo, existen algunas excepciones notables. Las células germinales de las gónadas conservan su capacidad de producir telomerasa y los telómeros de sus cromosomas no se encogen como resultado de la división celular (fig. 12.26). Por consiguiente, cada descendiente comienza la vida como un cigoto que contiene telómeros de longitud máxima. De igual manera, las células madre localizadas en el recubrimiento de la piel y del intestino y las células madre hematopoyéticas de los tejidos formadores de sangre también expresan esta enzima, lo que les permite continuar su proliferación y generar las grandes cantidades de células diferenciadas necesarias en estos órganos. La importancia de la telomerasa se revela en un raro trastorno en el que los individuos tienen concentraciones muy bajas de telomerasa, puesto que son heterocigóticos para el gen que codifica el RNA de la telomerasa o la subunidad proteínica. Tales individuos sufren insuficiencia de la médula ósea debido a que este tejido es incapaz de producir un número suficiente de células sanguíneas durante su vida.

Si los telómeros son un factor tan importante para limitar el número de veces que una célula puede dividirse, podría esperarse que fueran un factor decisivo en el envejecimiento de los seres humanos. Los datos de innumerables investigaciones refuerzan tal propuesta. De hecho, algunos biólogos describen la longitud de los telómeros como un tipo de “reloj de longevidad” que mide la rapidez con la que una persona particular envejece en términos biológicos y no cronológicos. Para la fecha de elaboración de este texto, cuando menos dos compañías (fundadas por prominentes investigadores en esta área) plantean medir la longitud de los telómeros en una muestra de células sanguíneas humanas. Otros científicos indican que con los estudios en cuestión no se podrá obtener una medición válida del riesgo que tiene una persona para padecer enfermedades propias de la senectud.

Incluso si un individuo con telómeros excepcionalmente largos envejeciera con mayor lentitud que el sujeto promedio, hay por considerar otro aspecto del asunto. Un cúmulo grande de datos indica que el acortamiento de los telómeros interviene de manera decisiva para proteger a los humanos de padecer cáncer, al limitar el número de divisiones de una posible célula tumoral. No se ha dilucidado si una persona con telómeros más largos es más susceptible o no de presentar un cáncer grave. Sin embargo, un tema importante de estudio es la relación entre la proliferación de las neoplasias y los telómeros. Las células malignas, por definición, escaparon del control de crecimiento normal del organismo y continúan dividiéndose de manera indefinida. ¿Cómo es que las células tumorales pueden reproducirse de forma repetida sin perder telómeros y evitar la muerte? A diferencia de las células normales que pierden actividad de la telomerasa, cerca de 90% de los tumores humanos está formado por células que contienen enzima telomerasa activa.⁴ Según un escenario, el crecimiento de tumores se acompaña de procesos de selección intensa en busca de células en las que se ha reactivado la expresión de la telomerasa. Aunque casi todas las células neoplásicas no expresan la telomerasa y mueren, las células raras que sí lo hacen se “inmortalizan”. Esto no significa que la activación de la telomerasa por sí misma ocasione que las células se conviertan en malignas. Como se revisa en el capítulo 16, el cáncer es un proceso de múltiples pasos en los que las células casi siempre desarrollan cromosomas anormales, cambios en la adhesión celular y la capacidad para invadir tejidos normales. El mantenimiento de los telómeros y la capacidad de dividirse de manera ilimitada constituyen tan sólo dos de las características de las células cancerosas. Resulta interesante notar que los primeros descubrimientos sobre secuencias teloméricas de DNA y la enzima telomerasa se realizaron en Tetrahymena, el mismo microorganismo unicelular habitante de depósitos de agua estancada en que se descubrieron las ribozimas (pág. 477). Esto sirve como otro recordatorio de que nunca se sabe qué vías experimentales llevarán a descubrimientos de gran importancia médica.

Centrómeros

Cada cromosoma que se ilustra en la figura 12.22 contiene un sitio en el que la superficie externa está muy hendida. El área de constricción marca el centrómero del cromosoma (fig. 12.27). En seres humanos el centrómero contiene una secuencia repetida en tándem de 171 pares de bases (llamada DNA satélite α) que se extiende a por lo menos 500 kilobases. Este segmento de DNA se relaciona con proteínas específicas que se distinguen de otras partes del cromosoma. Por ejemplo, la cromatina centromérica contiene una variante única de la histona H3, denominada CENP-A en los mamíferos, que reemplaza a dicha proteína convencional en una fracción determinada de los nucleosomas centroméricos y les confiere propiedades únicas. Durante la formación de cromosomas mitóticos, los nucleosomas que contienen CENP-A se sitúan en la superficie externa del centrómero, donde sirven como plataforma para el ensamble del cinetocoro. Éste, a su vez, sirve como sitio de unión para los microtúbulos que separan a los cromosomas durante la división celular (fig. 14.16). Los cromosomas que carecen de centrómero tienen problemas para ensamblarse a un cinetocoro y se pierden durante la división celular.

En capítulos previos se sugirió que las secuencias de DNA encargadas de las funciones celulares esenciales tienden a conservarse. Por lo tanto, fue sorprendente descubrir que el DNA centromérico presenta diferencias marcadas en la secuencia nucleotídica, inclusive entre especies muy relacionadas. Este hallazgo sugiere que la secuencia del DNA por sí misma no es un determinante de importancia de la estructura del centrómero y su función, una conclusión muy bien apoyada por los siguientes estudios realizados en seres humanos. Casi uno de cada 2 000 humanos nace con células que tienen una pieza más de DNA cromosómico que forma un cromosoma diminuto adicional llamado cromosoma marcador. En algunos casos los cromosomas marcadores están desprovistos de DNA satélite α, no obstante, aún contienen una constricción primaria y un centrómero por completo funcional que les permite separarse con normalidad en las células hijas en cada división. Es claro que algunas otras secuencias de DNA en estos cromosomas marcadores se “seleccionan” como el sitio que contiene CENP-A y otras proteínas centroméricas. El centrómero aparece en el mismo sitio en un cromosoma marcador en todas las células de las personas, lo que indica que la propiedad se transmite a los cromosomas hijos durante la división celular. Un estudio reveló que los cromosomas marcadores se transmiten de manera estable a través de tres generaciones de miembros de una familia.

Epigenética: no todas las características hereditarias dependen de las secuencias de DNA

Como se describió en párrafos anteriores, el DNA satélite α no es necesario para el desarrollo de los centrómeros. De hecho, docenas de secuencias de DNA no relacionadas se han encontrado en los centrómeros de cromosomas marcadores. No es el DNA el que marca de manera indeleble el sitio como un centrómero, sino la cromatina con CENP-A que se localiza ahí. Estos datos dan pie a otro tema más extenso. No todos los rasgos hereditarios dependen de las secuencias de ácidos nucleicos. La herencia que no está codificada en DNA se denomina epigenética en vez de genética. La inactivación del cromosoma X, que se estudia en la página 498, es otro ejemplo de un fenómeno epigenético: los dos cromosomas X pueden tener secuencias de DNA idénticas, pero uno se inactiva y el otro no. Además, el estado de inactivación se transmite de una célula a sus hijas durante la vida de una persona. Sin embargo, a diferencia de la herencia genética, un estado epigenético suele revertirse, por ejemplo, los cromosomas X se reactivan antes de la formación de gametos.

Los biólogos han tenido problemas para comprender: (1) los mecanismos que permiten almacenar la información epigenética y (2) los medios por los cuales puede transmitirse un estado epigenético de una célula a otra y de un progenitor a sus descendientes. Esta explicación se enfoca sobre todo en un tipo de fenómeno epigenético: el estado de la actividad génica de una célula. Considérese una célula madre que reside en la base de la epidermis (como en la fig. 7.1). Ciertos genes de estas células se transcriben en forma activa y otros están reprimidos. Es importante que este patrón característico de actividad génica se transmita de una célula a sus hijas. Sin embargo, no todas las células de la descendencia continúan su ciclo vital como células madre; algunas adquieren un nuevo compromiso y comienzan el proceso de diferenciación hacia células epidérmicas maduras. Este paso requiere un cambio en el estado de transcripción de esa célula. En fecha reciente la atención se enfocó en el código de las histonas (pág. 499) como un factor crítico tanto para la determinación del estado transcripcional de una región particular de cromatina como para su transmisión a las generaciones subsecuentes.

Cuando se replica el DNA de una célula, las histonas vinculadas con el DNA (como parte de los nucleosomas) se distribuyen de manera aleatoria a las células hijas junto con las moléculas de DNA. Como resultado, cada cadena hija de DNA recibe cerca de la mitad de las histonas centrales que estuvieron relacionadas con la cadena progenitora (fig. 13.23). La otra mitad de las histonas centrales que se vinculan con las cadenas de DNA hijas se recluta de un fondo común de histonas recién sintetizadas.

Se piensa que las modificaciones presentes en las colas de las histonas en la cromatina progenitora determinan las modificaciones que serán introducidas en las histonas recién sintetizadas en la cromatina hija. Por ejemplo, como se revisó en la página 501, la heterocromatina tiene residuos de lisina metilados en la posición 9 de las histonas H3. La enzima que se encarga de esta reacción de metilación está presente como uno de los componentes de la heterocromatina. Se piensa que conforme esta última se replica, la enzima metiltransferasa de histonas metila las moléculas de histona H3 recién sintetizadas que se incorporan en los nucleosomas de las células hijas. De esta forma, el patrón de metilación de la cromatina, y por lo tanto, su estado de heterocromatina condensada, se transmite de la célula progenitora a su descendencia. En cambio, las regiones de eucromatina tienden a contener colas de H3 acetiladas y esta modificación también se transmite a la cromatina de la descendencia, lo que quizá constituya el mecanismo epigenético por el que las regiones de eucromatina activa prevalecen en las células hijas. Las modificaciones de las histonas representan un portador de información epigenética y las transformaciones covalentes del DNA son otro tipo. Este último aspecto se revisa en la página 531.

Cambios inapropiados en el estado epigenético se observan en innumerables enfermedades. También hay datos que sugieren que las diferencias en el aspecto físico, la susceptibilidad a desarrollar enfermedades y la longevidad entre gemelos idénticos en términos genéticos pueden provenir, en parte, de diferencias epigenéticas que surgen entre gemelos conforme envejecen. Algunas de las disimilitudes en los epigenomas de gemelos idénticos dependen, al parecer, de las discrepancias de situaciones ambientales a las que han estado expuestas las personas, y otras son sólo consecuencia de diferencias aleatorias introducidas durante las innumerables divisiones celulares que acaecen durante la vida de un ser humano.

El núcleo como organelo organizado

Estudios del citoplasma de una célula eucariota utilizando microscopia electrónica revelaron la presencia de un arreglo diverso de organelos membranosos y elementos del citoesqueleto. Por otra parte, análisis del núcleo suelen mostrar más que aglomeraciones dispersas de cromatina y uno o más nucléolos irregulares. Como resultado, los investigadores se quedaron con la impresión de que el núcleo es semejante a un “saco” de componentes posicionados al azar. El desarrollo de nuevas técnicas de microscopia, como la hibridación fluorescente in situ (FISH, fluorescence in situ hibridization [pág. 402]) y las imágenes de células vivas marcadas con proteína fluorescente verde (GFP, green fluorescent protein [pág. 273]), permitió localizar los loci de genes específicos dentro del núcleo en interfase. A partir de estos estudios fue evidente que el núcleo mantiene un orden considerable. Por ejemplo, las fibras de cromatina de un cromosoma en interfase no se mezclan en el núcleo como espagueti en un platón, más bien se concentran en un área distinta que no se traslapa de manera extensa con los territorios de otros cromosomas (fig. 12.28).

Es posible que el territorio de un cromosoma particular dentro del núcleo no se deba del todo al azar. En la micrografía incluida en la figura 12.29, la cromatina que comprende el cromosoma humano número 18 (en verde) ocupa un territorio cerca de la periferia del núcleo, en tanto que la del cromosoma 19 (en rojo) está en una posición más central dentro del organelo; dicha diferencia podría depender de los niveles de actividad de los dos cromosomas: el primero carece relativamente de genes, en tanto que el último tiene abundantes secuencias codificadoras de proteínas, muchas de las cuales al parecer se transcriben en dichas células. Una disposición similar se observa en los núcleos de células de mujeres, en las que el cromosoma X inactivo está en un borde del núcleo y el activo en un punto interno (fig. 12.17a).

Aunque los genes se transcriben por lo general mientras ocupan sus territorios, se ha demostrado que es posible que fibras individuales de cromatina se extiendan a distancias considerables de estas áreas. Además, parece que las secuencias de DNA que participan en una respuesta biológica común, pero que residen en distintos cromosomas, pueden unirse dentro del núcleo, donde tal vez influyan en la transcripción génica. Se descubrieron las interacciones entre distintos loci mediante la invención de diversas técnicas que involucran la “captura de conformación de cromosomas (3C)”. En esta técnica las células se fijan con formaldehído, lo que hace que las secuencias de DNA que se encuentran próximas establezcan enlaces covalentes entre sí (se dice que se “capturan”). Después del proceso de fijación se aísla el DNA y se somete a digestión con enzimas de restricción (sección 18.12) y los productos se analizan para determinar qué secuencias de DNA en el genoma interactuaban con una secuencia de DNA determinada (la secuencia “carnada”) al momento de la fijación. Por ejemplo, a un investigador le gustaría saber qué secuencias de DNA de todo el genoma interactúan con el locus de la globina β durante la diferenciación de los eritrocitos en la médula ósea. Las secuencias de DNA encontradas en interacción mediante esta técnica casi siempre están presentes en el mismo cromosoma. Esto es lo que se esperaría, por ejemplo, entre un potenciador y un promotor del mismo gen, que estarían muy próximos como se muestra en la figura 12.48. No obstante, también se han encontrado muchos casos en los que las secuencias de DNA que interactúan entre sí están presentes en distintos cromosomas. Un buen ejemplo de estas interacciones proviene de un estudio en el que células mamarias humanas cultivadas (versiones normales y malignas) se trataron con estrógenos (fig. 12.30). Estas hormonas inducen la transcripción de una gran cantidad de genes blanco mediante su unión con un receptor estrogénico (ERα, estrogen receptor α). Dos genes blanco de los estrógenos en los seres humanos son GRRB1 y TRFF1, situados en los cromosomas 2 y 21, en dicho orden. Antes de tratar a las células con estas hormonas, los territorios de dichos cromosomas están distanciados entre sí y los loci de los genes GREB1 y TRFF1 se encuentran guardados en el interior de los territorios de sus cromosomas respectivos (fig. 12.30a). Sin embargo, minutos después de la intervención, estos dos territorios cromosómicos se aproximan uno al otro y los dos loci se ubican en la periferia (fig. 12.30b). Tales estudios apoyan la idea de que los genes se desplazan a sitios en el núcleo llamados fábricas de transcripción, donde se concentra la maquinaria para dicho proceso y los genes implicados tienden a localizarse (fig. 12.30c).Los datos de algunos estudios sugieren que el desplazamiento de loci cromosómicos al interior del núcleo es impulsado por interacciones entre actina y miosina.

Otro ejemplo de la interrelación entre la organización nuclear y la expresión génica se ilustra en la figura 12.31a. Esta micrografía muestra una célula que se tiñó con un anticuerpo fluorescente dirigido contra uno de los factores proteínicos que participan en el corte y empalme de pre-mRNA. En lugar de diseminarse de manera uniforme en el núcleo, la maquinaria del procesamiento se concentra en 20 a 50 dominios irregulares conocidos como “motas”. De acuerdo con la opinión prevaleciente, estas estructuras funcionan como depósitos de almacenamiento dinámico que aportan los factores de corte y empalme para utilizarlos en los sitios de transcripción cercanos. La mancha verde en el núcleo de la figura 12.31a representa un gen viral que se transcribe cerca de uno de estos dominios. Las micrografías de la figura 12.31b muestran un rastro de factores de corte y empalme que se extiende desde un dominio hasta un sitio cercano donde la síntesis de pre-mRNA recién se activó. Las diversas estructuras del núcleo, entre ellas el nucléolo y las motas, son compartimientos dinámicos en estado de equilibrio cuyos componentes se mueven hacia dentro y hacia fuera de manera constante. Si esta actividad se bloquea, los compartimentos desaparecen y sus materiales se dispersan en el nucleoplasma.

Además de los nucléolos y las motas, a menudo se observan bajo el microscopio muchos otros tipos de cuerpos nucleares (p. ej., los corpúsculos de Cajal, las GEM y los cuerpos PML). Cada uno de éstos contiene gran número de proteínas que se mueven hacia dentro y hacia fuera de la estructura de modo dinámico. Dado que ninguno de dichos cuerpos nucleares está rodeado por membrana, no se requieren mecanismos especiales de transporte para estos movimientos a gran escala. Se han atribuido diversas funciones a estas estructuras nucleares, pero siguen siendo mal definidas. Sin embargo, no parecen ser esenciales para la viabilidad de la célula y no se les considerará más en esta revisión.

Además de poseer un genoma que contiene decenas de miles de genes, las plantas y los animales se componen de muchos tipos de células diferentes. Los vertebrados, por ejemplo, están formados por cientos de células de tipos distintos, cada uno mucho más complejo que una célula bacteriana y que requiere una batería distinta de proteínas capaces de realizar actividades especializadas. Algunos investigadores lucharon durante años para demostrar que cada célula en un organismo multicelular complejo contenía todos los genes necesarios para transformarse en cualquier otra célula en ese conjunto viviente. Por último, a finales del decenio de 1950, dos investigadores obtuvieron pruebas convincentes que sustentaron esta hipótesis, uno de los cuales trabajaba con plantas y el otro con animales. Uno de estos experimentos fundamentales lo realizaron Frederick Steward y colaboradores, de la Cornell University, quienes demostraron que una célula obtenida de la raíz de una planta madura podía producir una planta completa y desarrollada, con todos los tipos celulares que en condiciones normales estarían presentes. En el segundo experimento, John Gurdon, de la Oxford University, demostró que se podía extraer el núcleo de una célula intestinal diferenciada de renacuajo Xenopus, trasplantarla a un óvulo cuyo núcleo propio había sido destruido y formar un anfibio adulto normal. Se demostró que todos los núcleos que aparecían en dicho animal clonado provenían del núcleo obtenido de la célula somática. En otro experimento más reciente de gran trascendencia, el grupo de Ian Wilmot, en Escocia pudo clonar una oveja (llamada Dolly) al trasplantar núcleos obtenidos de células de glándulas mamarias cultivadas en óvulos no fecundados cuyos cromosomas habían sido extraídos (fig. 12.32). Los experimentos mencionados definieron que en las células adultas está el conjunto completo de instrucciones genéticas que soportan el desarrollo de todo un organismo en situaciones apropiadas. Desde el nacimiento de la oveja Dolly, algunos investigadores han clonado en forma exitosa más de una docena de otros mamíferos, incluidos ratones, vacas, cabras, cerdos, conejos y gatos. Por lo tanto, no es la presencia o la ausencia de genes en una célula lo que determina las propiedades de la misma, sino la forma en que éstos se utilizan. Por ejemplo, las células que se convierten en hepatocitos lo hacen porque expresan un grupo específico de “genes hepáticos”, en tanto que al mismo tiempo reprimen los genes cuyos productos no participan en la función del hígado.

El éxito de los experimentos de clonación descritos antes condujo a la conclusión de que el estado de transcripción de una célula diferenciada, que a su vez depende del estado de su cromatina, no es irreversible. Durante un experimento de clonación, el núcleo de una célula diferenciada es capaz de dejar de expresar los genes del tejido adulto del cual se tomó, e iniciar la expresión selectiva de genes apropiados para el huevo activado en el que de pronto se encuentra. Con base en estos experimentos de clonación puede concluirse que un núcleo de una célula diferenciada puede reprogramarse con factores que residen en el citoplasma de su nuevo ambiente. El tema de la expresión génica selectiva, que constituye el núcleo de la biología molecular, ocupará el resto de este capítulo.

Una célula bacteriana promedio contiene suficiente DNA para codificar alrededor de 3 000 polipéptidos, de los cuales cerca de un tercio se expresa en un momento determinado. Compárese lo anterior con una célula humana que contiene suficiente DNA (6 000 000 de pares de bases) para codificar varios millones de polipéptidos diferentes. Aunque la mayor parte de este DNA no contiene información que codifique proteínas, se estima que una célula típica de mamífero produce por lo menos 5 000 polipéptidos distintos en cualquier momento. Muchos de éstos, como las enzimas de la glucólisis y los transportadores de electrones de la cadena respiratoria, se sintetizan en casi todas las células del organismo. Asimismo, cada tipo celular sintetiza proteínas que resultan únicas para su estado diferenciado. Éstas, más que cualquier otro componente, confieren a la célula sus características únicas.

Considérese la situación que enfrenta una célula que se desarrolla en un glóbulo rojo en la médula de un hueso humano. La hemoglobina constituye más de 95% de las proteínas de estas células, aunque los genes que codifican los polipéptidos de hemoglobina representan menos de una millonésima parte de su DNA total. Las células no sólo tienen que encontrar esta aguja genética en el pajar cromosómico, también deben regular su expresión con tal grado de precisión que la producción de estos pocos polipéptidos se convierta en la actividad sintética dominante de las células. Puesto que la cadena de fenómenos que conduce a la síntesis de una proteína consta de diferentes etapas, el control puede ejercerse en distintos niveles. La regulación de la expresión génica en células eucariotas ocurre sobre todo en tres niveles distintos, como se ilustra en la sinopsis de la figura 12.33:

1. Los mecanismos de control de la transcripción determinan si un gen particular puede transcribirse y, si es así, con qué frecuencia.

2. Los mecanismos de control del procesamiento determinan la vía por la cual el transcrito de mRNA primario (pre-mRNA) se procesa en un RNA mensajero que puede traducirse en un polipéptido.

3. Los mecanismos de control de la traducción determinan cuándo un mRNA particular se traduce y, si esto ocurre, con qué frecuencia y durante cuánto tiempo.

4. Los mecanismos de control postraduccional regulan las actividades y la estabilidad de las proteínas.

En las siguientes secciones de este capítulo se consideran cada una de estas estrategias de regulación.

Como en las células procariotas, la transcripción diferencial de genes es el mecanismo más importante mediante el cual las células eucariotas activan o reprimen la expresión génica. Genes diferentes son expresados por células en etapas distintas del desarrollo embrionario, por células en tejidos diversos o por células expuestas a diversos tipos de estímulos. La figura 12.34 muestra un ejemplo de la expresión génica específica de un tejido. En este caso un gen que codifica una proteína específica de músculo que dará lugar al tejido muscular del animal se transcribe en las células de un embrión de ratón.

De vez en cuando se inventa una tecnología que cambia la forma en que se enfrentan ciertos tipos de problemas en la biología. Dos de estas metodologías son las micromatrices de DNA (o “chips de DNA”) y la secuenciación masivamente paralela (RNA-Seq). Las técnicas anteriores permiten conocer con mayor detalle y de manera simultánea la actividad de todos los genes en un organismo o tipo celular, a diferencia de las técnicas antiguas restringidas al análisis de uno o pocos genes a la vez. En ambos métodos primero se aísla el RNA de células, tejidos u organismos completos; después las dos técnicas se diferencian con base en los medios por los cuales se analizan los perfiles de expresión génica. Primero se examinará el uso de una micromatriz para identificar genes que se expresan de manera diferente en cepas de levaduras cultivadas (1) en presencia de glucosa o (2) en ausencia de dicho carbohidrato y la levadura comienza a utilizar etanol como fuente de carbono (fig. 12.35). El apartado a de esta figura presenta un esquema de los pasos básicos de estos experimentos, que pueden resumirse de la siguiente manera:

1. Los fragmentos de DNA que representan los genes individuales a estudiar se generan mediante las técnicas de clonación de DNA que se describen en el capítulo 18. En el caso que se muestra en el paso de la parte inferior de la figura 12.35a, cada pozo de la placa contiene un volumen pequeño con un gen clonado de levadura específico. Cada pozo contiene genes diferentes. Los DNA clonados se depositan luego en forma de puntos, uno a la vez, en una matriz organizada sobre un portaobjetos de vidrio mediante un instrumento automatizado que libera pocos nanolitros de la solución concentrada de DNA sobre un punto específico del portaobjetos (paso b). El paso c muestra una micromatriz de DNA completo. Con esta técnica los fragmentos de DNA de miles de genes diferentes, o incluso de genomas completos, pueden depositarse en forma de puntos en localizaciones conocidas sobre la superficie de vidrio.

2. Mientras tanto, los mRNA presentes en las células en estudio se purifican (paso 1 de la fig. 12.35) y convierten en una población de DNA complementarios (cDNA, complementary DNA) marcados con fluorescencia (paso 2). (El método para preparar los cDNA también se describe en la figura 18.45). En el ejemplo que se ilustra en la figura 12.35, y que se discute más adelante, una de las preparaciones de cDNA de dos poblaciones celulares distintas se marcó con un colorante verde y la otra con un colorante rojo, ambos fluorescentes. Las dos preparaciones de cDNA marcadas se mezclaron (paso 3) e incubaron en el portaobjetos que contiene el DNA inmovilizado (paso 4).

3. Los DNA en la micromatriz que se hibridaron al cDNA marcado se identifican al examinar el portaobjetos con un microscopio de fluorescencia (paso 5). Cualquier punto que exhibe fluorescencia en la micromatriz representa un gen que se transcribió en las células que se estudian.

La figura 12.35b muestra los resultados de este experimento. Cada punto de la micromatriz de la figura 12.35b contiene un fragmento de DNA inmovilizado de un gen distinto del genoma de la levadura. En conjunto, los puntos contienen el DNA de casi todos los 6 200 genes que codifican proteínas presentes en una célula de levadura. Como se revisó antes esta micromatriz de DNA particular se hibridó con una mezcla de dos poblaciones de cDNA diferentes. La que se marcó con colorante fluorescente verde se preparó a partir del mRNA de las células de levadura que crecieron en presencia de altas concentraciones de glucosa. A diferencia de lo que ocurre en la mayor parte de las células, cuando las levaduras de panificación se cultivan en presencia de glucosa y oxígeno, obtienen su energía por medio de glucólisis y convierten con rapidez la glucosa en etanol (sección 3.3). La otra población de cDNA, que se etiquetó con colorante fluorescente rojo, se preparó a partir del mRNA de células de levadura que crecieron de manera aeróbica en un medio rico en etanol pero sin glucosa. Las células que crecen bajo estas condiciones obtienen su energía mediante fosforilación oxidativa, que requiere las enzimas del ciclo del ácido tricarboxílico (TCA, tricarboxylic acid) (pág. 185). Las dos poblaciones de cDNA se mezclaron e hibridaron con el DNA de la micromatriz y éste se examinó con un microscopio de fluorescencia. Los genes que muestran actividad en uno u otro medio de crecimiento aparecen como puntos verdes o rojos (paso 5 de la fig. 12.35a,b). Los puntos sin color representan los genes que no se transcriben en estas células en ninguno de los medios de cultivo, en tanto que los puntos que emiten fluorescencia amarilla representan genes que se transcriben en las células cultivadas en los dos tipos de medio. El recuadro muestra una vista cercana de una pequeña porción de la micromatriz.

Los resultados experimentales que se muestran en la figura 12.35b identifican los genes que se transcriben en células de levadura bajo las dos condiciones de crecimiento. Pero también proveen información con respecto a la abundancia de los mRNA individuales en las células, que es proporcional a la intensidad de fluorescencia de cada punto. Una mancha que emite una fluorescencia verde muy fuerte, por ejemplo, representa un gen cuyos transcritos son abundantes en las células de levaduras que crecen en glucosa pero se reprimen en aquellas que se cultivan en etanol. Las concentraciones de mRNA individuales pueden variar más de 100 veces en células de levadura. La técnica es tan sensible que puede detectar menos de una copia de mRNA por célula.⁵

La figura 12.35c muestra los cambios en la concentración de glucosa y etanol en el curso del experimento. Las células de levadura metabolizan con rapidez la glucosa, lo que ocasiona la desaparición del azúcar en pocas horas. Las células de levadura metabolizan de manera gradual el etanol que se produce por la fermentación de glucosa en los días posteriores hasta que desaparece del medio. La figura 12.35d ilustra los cambios en el nivel de expresión de los genes que codifican las enzimas del ciclo del TCA durante el curso de este experimento. Los niveles de expresión de cada gen (marcados a la derecha) se muestran en intervalos de tiempo (marcados en la parte superior) con sombreados de rojo para representar el incremento en la expresión y de verde para representar la disminución en la misma. Es evidente que la transcripción de los genes que codifican las enzimas del ciclo del TCA se estimula cuando las células se adaptan a crecer en una fuente de carbono (etanol) que se metaboliza por la respiración aeróbica y después se reprime cuando el etanol se agota.

En la actualidad las micromatrices de DNA se utilizan para estudiar los cambios en la expresión génica que ocurren durante una amplia variedad de sucesos biológicos, como la división celular y la transformación de una célula normal en maligna. También permiten estudiar la diversidad de RNA que una sola célula tumoral produce, una vez que los cDNA se amplifican por medio de la reacción en cadena de la polimerasa (PCR, polymerase chain reaction). Ahora que se conocen las secuencias de numerosos genomas eucariotas, los investigadores cuentan con una variedad de genes ilimitada cuya expresión puede analizarse en distintas condiciones.

En fecha reciente, una nueva técnica que depende de la secuenciación de pequeños segmentos de DNA genómico, o de cDNA proveniente de RNA, ha revolucionado la capacidad de analizar de manera global los perfiles de expresión génica. En vez de hibridar fragmentos de cDNA con sondas en chips (micromatrices), como se muestra en el experimento antes mencionado, los fragmentos de DNA se secuencian de manera directa y mediante técnicas de bioinformática se hace la cartografía de su ubicación en el genoma. La técnica anterior permite a los investigadores identificar todos los fragmentos, volver a ensamblarlos en transcritos completos y cuantificar los niveles exactos de cada uno de éstos para desarrollar un perfil de expresión génica de las células estudiadas. Las metodologías de secuenciación más nuevas permiten realizar análisis precisos comenzando con nanogramos de RNA.

La figura 12.36 incluye un experimento en el que se combinaron las micromatrices y la llamada secuenciación profunda para identificar genes que se expresan diferente entre células de cáncer mamario que expresaban el receptor de estrógenos (ER, estrogen receptor) o no. Lo anterior es importante porque los protocolos terapéuticos difieren dependiendo del hecho de que un cáncer mamario particular exprese ER. Los resultados experimentales presentados en la figura 12.36 se basan en el análisis de la expresión de 149 genes que se segregaban entre los tumores ER− y ER+ en 129 tumores diferentes de cáncer de mama. Las diferencias están representadas por cambios en color azul (poca expresión) o rojo (mucha expresión) y demuestran que los análisis en cuestión pueden identificar el genotipo de una biopsia de cáncer mamario, lo cual permite a los médicos ajustar el tratamiento a cada paciente de manera personalizada. Estos abordajes tecnológicos tienen muchos usos potenciales además de representar de manera visual un perfil de expresión génica. Pueden emplearse, por ejemplo, para determinar el grado de variación genética en poblaciones humanas o identificar los alelos de genes particulares que una persona porta en sus cromosomas. Se tiene la esperanza de que algún día esta información pueda advertir a una persona respecto a las enfermedades a las que pueda ser susceptible durante su vida y darle una oportunidad para tomar medidas preventivas tempranas.

Función de los factores de transcripción en la regulación de la expresión génica

Se ha progresado de manera considerable en cuanto a la manera de descifrar cómo es que ciertos genes se transcriben en una célula particular, en tanto que otros permanecen inactivos. El control de la transcripción es orquestado por un gran número de proteínas llamadas factores de transcripción. Como se estudió en el capítulo 11, estas proteínas pueden dividirse en dos clases funcionales: factores de transcripción generales que se unen a los sitios promotores nucleares en relación con las RNA polimerasas (pág. 442) y factores de transcripción para secuencias específicas que se unen a varios sitios reguladores de genes particulares. Los miembros de este último grupo pueden actuar como activadores o represores transcripcionales, que estimulan o inhiben la transcripción del gen adyacente, respectivamente. Esta sección se enfoca en los activadores de la transcripción, cuya función es unirse a sitios reguladores específicos en el DNA e iniciar la atracción de una gran cantidad de complejos proteínicos que permiten la transcripción real del gen mismo.

Se conoce la estructura detallada de muchos factores de transcripción y la manera en que interactúan con sus secuencias diana de DNA. Genes individuales por lo común son controlados por muchos sitios reguladores de DNA diferentes que se ligan a una combinación de diversos factores de transcripción (fig. 12.37). En cambio, un solo factor transcripcional puede unirse a numerosos sitios del genoma y por lo tanto, controlar la expresión de diferentes genes de un hospedador. Cada tipo de célula tiene un patrón característico de transcripción de genes, que está determinado por el complemento particular de factores de transcripción contenidos en la célula.

El control de la transcripción génica es complejo y está regulado por la presencia de múltiples sitios de unión para factores de la transcripción y la afinidad de éstos por cada secuencia. Los factores de transcripción tienen sitios de gran afinidad preferidos. Una región corriente arriba respecto a un gen particular puede contener uno o más sitios de gran afinidad preferenciales o poseer regiones con una secuencia un poco diferente que se una con menor afinidad. Por lo regular se necesita la unión de múltiples factores para activar la transcripción. Un ejemplo de este tipo de interacción cooperativa entre factores transcripcionales vecinos se ilustra en la figura 12.38 y se discute en la página 522. En un sentido, las regiones reguladoras de un gen pueden semejarse a un centro de integración para la expresión génica. Las células expuestas a diferentes estímulos responden mediante la síntesis de factores transcripcionales diferentes, que se unen a sitios distintos en el DNA. La extensión a la que un gen particular se transcribe parece depender de la combinación específica de factores transcripcionales que se unen a elementos reguladores localizados corriente arriba. Puesto que 5 a 10% del genoma codifica factores transcripcionales, al parecer puede ocurrir un número virtualmente ilimitado de combinaciones entre estas proteínas. Cuando lo anterior se une al hecho de que los sitios de unión de tales factores varían de un gen a otro, la combinación de la presencia o ausencia de un factor particular y la afinidad variable de unión de cada factor permiten conocer la variación precisa de los perfiles de expresión génica de una a otra células, en casos de diferencias de tipo, tejido, fases de desarrollo y estado fisiológico.

Participación de los factores de transcripción en la definición del fenotipo de una célula

El fenotipo de las células diferenciadas, como un fibroblasto o una célula epitelial, por lo común es muy estable. Sin embargo, es posible que dichas células adopten nuevos fenotipos si se les induce a expresar algunos genes que en condiciones normales están inactivos. Se demostró a finales del decenio de 1980, por ejemplo, que era factible inducir a fibroblastos de tejido conjuntivo a transformarse en miocitos al forzarlos a expresar un solo factor de transcripción específico de tejido, llamado MyoD (que se presenta en la fig. 12.42a). Como resultado del experimento mencionado y otros más, se conoció a MyoD como un “factor regulador maestro” que desempeña una función crucial para dirigir la diferenciación del tejido muscular en embriones en desarrollo. Otro ejemplo de la “potencia” de los factores de transcripción en la orientación de un fenotipo celular se muestra en la figura 12.39, en la que se presenta el resultado impresionante de un experimento en que un gen de la mosca de la fruta llamado eyeless se expresó en células que normalmente no lo harían, en este caso, de una pata en desarrollo. La expresión de dicho gen activa una vía de desarrollo que culmina en la formación de un ojo situado en un punto muy inusual del cuerpo. A semejanza de MyoD en el desarrollo de músculos de vertebrados, cabe considerar que el factor de transcripción Eyeless actúa como un factor regulador maestro en el desarrollo de los ojos en dichos insectos.

Los experimentos más impresionantes para valorar la capacidad de los factores de transcripción para dirigir las transformaciones fenotípicas se han centrado en células madre embrionarias. Como se explicó en la sección “Perspectiva humana” del capítulo 1, estas células aparecen muy pronto en el desarrollo de un embrión de mamífero y presentan dos propiedades clave: (1) son capaces de renovarse a sí mismas en forma ilimitada y (2) son pluripotenciales, es decir, pueden diferenciarse en todos los tipos distintos de células del organismo. Desde hace varios años se sabe que estas células tienen un conjunto particular de factores de transcripción que tuvieron una función importante para mantener su estado pluripotencial y de renovación autónoma. Shinya Yamanaka y Kazutoshi Takahashi demostraron en 2006 qué tan importante eran estos factores de transcripción en la biología de las células ES cuando introdujeron los genes para 24 de estos factores diversos en fibroblastos de ratón adulto. Estos investigadores encontraron que la introducción de una combinación de genes que codifican sólo cuatro factores de transcripción específicos (Oct4, Sox2, Myc y Klf4) era suficiente para reprogramar a los fibroblastos y convertirlos en células indiferenciadas que se comportaban como células ES pluripotenciales. El proceso de reprogramación no ocurre en una sola generación celular, sino que sucede en forma gradual conforme las células se dividen en cultivo. Conforme éstas se reprograman, los cuatro genes introducidos se desactivan conforme los genes endógenos de las células que regulan la capacidad pluripotencial se expresan. Esta reprogramación se acompaña de una reorganización de la cromatina, de forma tal que las marcas epigenéticas (modificaciones de las histonas y patrones de metilación de DNA) de las células diferenciada se “borran” y se instalan las marcas epigenéticas características de una célula ES.⁶ Como se explica en la página 22, las células pluripotenciales inducidas, o iPS, son capaces de dividirse de manera indefinida en cultivo y de diferenciarse en todos los diversos tipos de células del cuerpo. Cada vía de diferenciación (culmine en la formación de una neurona, un fibroblasto o un miocito) se acompaña de cambios en las marcas epigenéticas que caracterizan a la cromatina de las células a lo largo de tal vía. Los cambios recién mencionados restringen el potencial de desarrollo de las células en cada vía, al grado de que disminuya su capacidad de desarrollarse y culminar en otros tipos de células.

Estructura de los factores de transcripción

La estructura tridimensional de diversos complejos formados por DNA y proteínas se determina por medio de cristalografía por rayos X y espectroscopia por resonancia magnética nuclear (NMR, nuclear magnetic resonance), que proveen un esquema básico de la forma en que estas dos moléculas gigantes interactúan una con otra. Como la mayor parte de las proteínas, los factores de transcripción contienen diferentes dominios que participan en aspectos distintos de su función. Por lo general dichas proteínas contienen al menos dos dominios: uno de unión al DNA que se enlaza a las secuencias específicas, y otro de activación que regula la transcripción al interactuar con otras proteínas. Además, muchos de estos factores tienen una superficie que promueve su unión a otras proteínas de estructura idéntica o similar para formar un dímero (fig. 12.40). Está demostrado que la formación de dímeros es una característica que muchos tipos de factores transcripcionales comparten y, como se revisa más adelante, se cree que desempeña una función importante en la regulación de la expresión génica.

Estructuras relacionadas de los factores de transcripción

Los dominios de unión al DNA de la mayoría de estos factores pueden agruparse en diferentes clases cuyos miembros poseen estructuras relacionadas (o motivos) que interactúan con secuencias de DNA. La existencia de varias familias de proteínas de unión al DNA indica que la evolución encontró diversas soluciones para el problema de la construcción de polipéptidos que pueden unirse a la doble hélice de DNA. Como se verá, la mayor parte de estas estructuras contiene un segmento (a menudo una hélice α, como se muestra en la figura 12.40) que se inserta en el surco mayor del DNA, donde reconoce la secuencia de pares de bases que revisten el surco. La unión de la proteína al DNA se realiza mediante una combinación específica de fuerzas de van der Waals, enlaces iónicos y puentes de hidrógeno entre los residuos de aminoácidos y diferentes segmentos del DNA, incluyendo el esqueleto.

Las estructuras relacionadas más frecuentes que se observan en las proteínas que unen DNA eucariota comprenden los dedos de cinc, la hélice-asa-hélice y la cremallera de leucina. Cada una provee una estructura estable en la que las superficies de la proteína que reconocen el DNA pueden posicionarse de manera apropiada para interactuar con la doble hélice.

1. Dedos de cinc. La clase más grande de factores de transcripción de mamíferos contiene una estructura que se conoce como dedos de cinc. En la mayor parte de los casos el ion de cinc de cada dedo se coordina con dos cisteínas y dos histidinas. Las primeras son parte de una lámina β plegada de dos cadenas localizada en un lado del dedo de cinc y los dos residuos de histidina forman parte de una hélice α corta en el lado opuesto (recuadro de la fig. 12.41a). Por lo general, estas proteínas tienen varios dedos, de tal manera que actúan de forma independiente uno de otro y están espaciados para proyectarse dentro de surcos mayores sucesivos del DNA blanco, como se ilustra en la figura 12.41a. La primera proteína dedo de cinc que se descubrió, el factor TFIIIA, tiene nueve de estas estructuras (fig. 12.41b). Otros factores de transcripción con dedos de cinc incluyen la molécula Egr, que participa en la activación de los genes que se requieren para la división celular, y la familia de factores de transcripción GATA, que participa en el desarrollo del músculo cardiaco. La comparación de diferentes proteínas con dedos de cinc indica que éstos proveen un marco estructural para una amplia variedad de secuencias de aminoácidos que reconocen un grupo diverso de secuencias de DNA. De hecho, ciertos investigadores intentan diseñar una nueva especie de proteínas con dedos de cinc capaces de dirigirse a secuencias de DNA que regulen la expresión de genes de interés. Se espera que tales moléculas tengan capacidad para actuar como fármacos al activar o desactivar la expresión de genes relacionados con enfermedades.

2. Estructura hélice-asa-hélice (HLH). Como su nombre lo indica, se caracteriza por dos segmentos de hélice α separados por un asa intermedia. A menudo el dominio hélice-asa-hélice (HLH, helix-loop-helix) es precedido por un grupo de aminoácidos muy básicos cuyas cargas positivas de las cadenas laterales hacen contacto con el DNA y determinan la especificidad de secuencia del factor de transcripción. Las proteínas con este motivo HLH básico (bHLH; basic-HLH) siempre se presentan como dímeros, como se ilustra en el ejemplo del factor MyoD en la figura 12.42. Genes distintos suelen codificar las dos subunidades del dímero, lo que determina que la proteína sea un heterodímero.

   La heterodimerización expande mucho la diversidad de factores de regulación que pueden generarse a partir de un número limitado de polipéptidos (fig. 12.43). Supóngase, por ejemplo, que una célula sintetiza cinco polipéptidos que contienen bHLH distintos que fueron capaces de formar heterodímeros entre sí en cualquier combinación; por lo tanto, pueden generarse 32 (2⁵) tipos de factores de transcripción diferentes que reconocen a 32 secuencias de DNA distintas. En realidad es probable que las combinaciones entre los polipéptidos estén restringidas, de manera semejante a la formación de las moléculas de integrina heterodiméricas (pág. 244).

   Los factores de transcripción que contienen estructuras HLH desempeñan una función clave en la diferenciación de ciertos tipos de tejidos, incluyendo el músculo estriado (como se ilustra en la fig. 12.34), y también participan en el control de la proliferación celular y al parecer en la generación de ciertos tipos de cáncer. Como se señaló en la página 504, las translocaciones cromosómicas pueden generar genes anormales cuya expresión ocasiona que una célula se convierta en cancerosa. Los genes que codifican por lo menos cuatro proteínas bHLH diferentes (MYC, SCL, LYL-1 y E2A) se han encontrado en translocaciones cromosómicas que conducen al desarrollo de cánceres específicos. El más prevalente de estos padecimientos es el linfoma de Burkitt, en el que el gen MYC del cromosoma 8 se transloca a un locus en el cromosoma 14 que contiene el sitio de regulación para un gen que codifica parte de una molécula de anticuerpo. Se supone que la expresión excesiva del gen MYC en su nueva localización es un factor importante para el desarrollo de este linfoma.

3. Cremallera de leucina. Su nombre deriva del hecho de que las leucinas están presentes cada siete aminoácidos a lo largo de la secuencia de la hélice α. Puesto que una de estas estructuras se repite cada 3.5 residuos, todas las leucinas a lo largo de este fragmento de polipéptido se encuentran en la misma dirección. Dos hélices α de este tipo son capaces de juntarse para formar una estructura superenrollada. Por lo tanto, como casi todos los factores de transcripción, las proteínas con una cremallera de leucina existen como dímeros. Esta estructura puede unirse al DNA porque contiene un fragmento de aminoácidos básicos en un lado de la hélice α que contiene leucina. El segmento básico y la cremallera de leucina juntos se conocen como estructura bZIP. En consecuencia, como las proteínas bHLH, las porciones de hélice α de las proteínas bZIP son importantes en la dimerización, en tanto que el grupo de aminoácidos básicos permite a la proteína reconocer una secuencia nucleotídica específica en el DNA. La molécula AP-1, cuya estructura e interacción con el DNA se muestra en la figura 12.38, es un ejemplo de un factor de transcripción de tipo bZIP. Esta proteína es un heterodímero cuyas dos subunidades (Fos y Jun, mostradas en rojo y azul, respectivamente, en la fig. 12.38) están codificadas por los genes FOS y JUN. Éstos desempeñan una función importante en la proliferación celular y cambios en sus secuencias pueden ocasionar que una célula se convierta en maligna. Las mutaciones en cualquiera de estos dos genes impiden que las proteínas formen heterodímeros y se unan al DNA, lo que indica la importancia de la formación de dímeros en la regulación de su actividad como factores de transcripción.

Sitios del DNA que participan en la regulación de la transcripción

La complejidad inherente en el control de la transcripción de los genes puede ilustrarse al examinar la secuencia de nucleótidos de un solo gen y el DNA que se encuentra alrededor de él. La siguiente explicación se enfoca en el gen que codifica la enzima carboxicinasa de fosfoenolpiruvato (PEPCK, phosphoenolpyruvate carboxykinase). Esta es una de las enzimas clave de la gluconeogénesis, la vía metabólica que convierte al piruvato en glucosa (fig. 3.31). La enzima se sintetiza en el hígado cuando las concentraciones de glucosa son bajas, por ejemplo, como ocurre en el ayuno prolongado. En cambio, su producción decae de manera importante después de ingerir alimentos ricos en carbohidratos, como la pasta. El nivel de síntesis de mRNA de PEPCK está controlado por una variedad de factores de transcripción diferentes, incluyendo algunos receptores de hormonas que participan en la regulación del metabolismo de los carbohidratos (fig. 12.44). La clave para entender la regulación del gen PEPCK y su expresión reside en (1) descubrir las funciones de numerosas secuencias de DNA reguladoras que se localizan corriente arriba del gen mismo, (2) identificar los factores transcripcionales que se unen a estas secuencias y (3) dilucidar las vías de señalización que activan la maquinaria que se encarga de la expresión selectiva del gen (que se revisa en el cap. 15).

La secuencia de regulación más próxima corriente arriba del gen PEPCK es la caja TATA, uno de los elementos principales del promotor del gen (fig. 12.45). Como se explica en la página 442, un promotor es una región ubicada corriente arriba de un gen, la cual regula el inicio de la transcripción. Para los propósitos de esta obra, los promotores eucariotas se dividen en regiones separadas, que no están bien delineadas. La región que se extiende desde la caja TATA hasta el sitio de iniciación de la transcripción se denomina promotor central. Este es el sitio de ensamble de un complejo de preiniciación que consiste en RNA polimerasa II y diferentes factores de transcripción generales (GTF, general transcription factors) que se necesitan antes de que un gen eucariota pueda transcribirse. Los elementos promotores centrales, y los GTF que se unen a ellos (que se muestran en la figura 11.18), definen el lugar exacto en el que comenzará la transcripción (el sitio +1).

La caja TATA no es la única secuencia corta que se encuentra en un gran número de genes. Dos secuencias promotoras más, llamadas cajas CAAT y GC, que se localizan un poco más corriente arriba del gen, suelen requerirse para que una RNA polimerasa II inicie la transcripción. Las cajas CAAT y GC se unen a factores de transcripción (p. ej., NF1 y SP1) que se encuentran en muchos tejidos y se utilizan con amplitud en la expresión génica. Mientras que la caja TATA determina el sitio de inicio de la transcripción, las secuencias CAAT y GC regulan la frecuencia con la que la polimerasa transcribe el gen. La caja TATA está dentro del promotor central, por lo común en un tramo de 25 a 30 bases desde el sitio de inicio de la transcripción. Las cajas CAAT y GC (cuando están presentes) casi siempre se localizan entre 100 y 150 pares de bases corriente arriba del lugar de inicio de la transcripción, un sitio conocido como región promotora proximal (como se indica en la línea superior de la figura 12.45).

Mientras más genes se examinan, más variabilidad se encuentra en la naturaleza y las localizaciones de los elementos promotores que regulan la expresión génica. Además, una cantidad significativa de genes de los mamíferos (tal vez hasta 50% de ellos) tiene más de un promotor (p. ej., promotores alternativos), lo que permite que la iniciación de la transcripción ocurra en más de un sitio corriente arriba de un gen. Los promotores alternativos casi siempre están separados unos de otros por varios cientos de bases, por lo que los transcritos primarios producidos por su uso diferencial tienen extremos 5′ muy distintos. En algunos casos se utilizan promotores alternativos en distintos tejidos, pero conducen a la síntesis del mismo polipéptido. Cuando esto ocurre, es probable que los mRNA que codifican las proteínas tengan regiones no traducidas (UTR, untranslated regions) 5′ diferentes, lo que hace que estén sujetos a distintos tipos de control en el nivel de la traducción. En otros casos, los promotores alternativos fomentan la síntesis de proteínas relacionadas que difieren en su secuencia de aminoácidos en el extremo amino terminal. En ocasiones, los promotores alternativos regulan la transcripción de mRNA que se traducen en distintos marcos de lectura (pág. 468) para producir péptidos del todo distintos.

¿Qué hacen los investigadores para identificar qué sitios en el genoma interactúan con un factor de transcripción particular? Con frecuencia se emplean las siguientes estrategias para hacer esta determinación.

• Mapeo por deleción. En este procedimiento se preparan moléculas de DNA para que contengan deleciones de diferentes partes del promotor del gen (fig. 12.45). Después los DNA alterados se introducen en células y se mide la capacidad de los mutantes para iniciar la transcripción. En muchos casos la deleción de unos cuantos nucleótidos tiene poco o ningún efecto en la transcripción de un gen adyacente. Sin embargo, si la deleción se localiza dentro de cualquiera de las tres cajas antes descritas, el nivel de la transcripción tiende a reducirse (como en las líneas 2, 4 y 5 de la fig. 12.45). La deleción de otras regiones puede incrementar la transcripción, lo cual indicaría que un factor de transcripción se une a esta región reguladora, en otras palabras, sería un represor de la transcripción. Por último, la deleción de otras regiones tendría escaso o nulo efecto (líneas 3 y 6 de la figura 12.45).

• Huella de DNA (DNA footprinting). Cuando un factor de transcripción de naturaleza proteínica se une a una secuencia de DNA, éste la protege contra la digestión por nucleasas. Los investigadores aprovechan esta propiedad al aislar la cromatina de las células y tratarla con enzimas que digieren el DNA, como la DNasa I. Las regiones no protegidas por proteínas son digeridas, a diferencia de las áreas que sí están cubiertas por dichas moléculas. Una vez que la cromatina se digiere, la proteína unida se elimina y se identifican las secuencias de DNA que estaban protegidas.

• Análisis de localización en el genoma completo. Como su nombre lo indica, esta estrategia permite a los investigadores vigilar al mismo tiempo todos los sitios del genoma unidos a un factor de transcripción determinado bajo condiciones fisiológicas específicas. La figura 12.46 muestra un resumen de dicho método. Para efectuar este análisis se cultivan células bajo las condiciones deseadas o se aíslan de un tejido particular o durante alguna etapa del desarrollo. Después se tratan con un agente, como el formaldehído, que las fija y forma uniones cruzadas entre los factores de transcripción y los sitios del DNA en los que éstos se unen en una célula viva (paso 1 de la fig. 12.46). Tras este paso de unión cruzada, la cromatina celular se aísla, se rompe en pequeños fragmentos por medios mecánicos y se incuba con un anticuerpo que se une de manera específica al factor de transcripción de interés (paso 2). Este tratamiento induce la precipitación de los fragmentos de cromatina que contienen el factor de transcripción unido (paso 3a), en tanto que se desechan todos los que no están unidos en la solución (paso 3b). Una vez que se lleva acabo el proceso de inmunoprecipitación de cromatina (ChIP, chromatin immunoprecipitation), las uniones cruzadas entre la proteína y el DNA en el precipitado pueden revertirse y los segmentos de DNA purificarse (paso 4). El siguiente paso es identificar en qué parte del genoma están estos sitios de unión para el factor de transcripción. Para lograr esta determinación se pueden seguir dos estrategias: el DNA purificado se marca con medios fluorescentes y se utiliza en micromatrices (pasos 5 a 7) en una técnica llamada ChIP-chip o se secuencia de manera directa mediante estrategias de secuenciación paralelas masivas (paso 5a) en un método denominado ChIP-seq. A diferencia de la micromatriz que se presenta en la figura 12.35, que contiene sondas de DNA que representan genes que codifican proteínas, los dispositivos utilizados en los experimentos de ChIP-chip contienen sondas de DNA de todo el genoma. Los dos tipos de experimentos mencionados permiten identificar los sitios de unión específicos en todo el genoma para cualquier factor de interés.

Resulta interesante el hecho de que cuando estos experimentos se realizan con factores de transcripción de mamífero, un porcentaje significativo de los sitios de unión al DNA se localizan a distancias considerables de los promotores conocidos. Se especula que algunas de estas regiones participan en la regulación de la transcripción de RNA no codificadores, como los microRNA que se analizan en la página 459. También es posible que muchos de los miles de loci genéticos identificados en dichos estudios que incluyen todo el genoma, asuman escasa o nula importancia real en la regulación de la expresión génica. Una forma de valorar la posible importancia de la unión de un factor de transcripción es considerar los datos en un concepto más amplio. Por ejemplo, diversos factores de transcripción, como Oct4, Sox2, y Nanog, son importantes para mantener el estado pluripotencial de las células madre embrionarias (pág. 21). Cuando se analizan de manera individual, cada uno de los tres factores de transcripción está unido a varios miles de sitios dentro del genoma de las células madre embrionarias. En cambio, sólo una pequeña fracción de estas regiones genómicas en conjunto queda unida a estos tres factores de transcripción fundamentales. La presencia de los tres factores de transcripción unidos de manera próxima permite tener una confianza mucho mayor de que una región particular ostenta importancia funcional para regular la expresión génica en tales células. Además, la técnica ChIP puede modificarse para localizar las posiciones en el genoma de cualquier otro tipo de proteína unida al DNA, como un tipo particular de histona modificada o incluso localizaciones de moléculas de RNA polimerasa unidas.

Receptor de glucocorticoides: un ejemplo de activación de la transcripción

Puede decirse que la transcripción está controlada por un código de combinaciones que comprende un conjunto de factores de transcripción y cambios en sus lugares de unión preferidos, de un gen a otro. Los sitios en los que estos factores se unen a la región flanqueadora de un gen se denominan a menudo elementos de respuesta. La siguiente explicación se enfoca en los glucocorticoides, un grupo de hormonas esteroideas (p. ej., el cortisol) que sintetizan las glándulas suprarrenales. Análogos de estas hormonas, como la prednisolona, se prescriben como agentes antiinflamatorios potentes.

La secreción del glucocorticoides es mucho más alta durante los periodos de estrés, como ocurre en lapsos largos de ayuno o después de un daño físico grave. Una célula que responde a los glucocorticoides debe poseer un receptor específico capaz de unirse a la hormona. El receptor de glucocorticoides (GR, glucocorticoid receptor) es miembro de una superfamilia de receptores nucleares (que incluye los receptores de hormonas tiroideas, ácido retinoico y estrógenos) que al parecer evolucionaron a partir de una proteína ancestral común. Los miembros de esta superfamilia son más que sólo receptores hormonales, también funcionan como factores de transcripción que se unen al DNA. Cuando una hormona glucocorticoide entra a una célula blanco, se une a la proteína receptora de glucocorticoides en el citosol y altera la conformación de ésta. Este cambio expone una señal de localización nuclear (pág. 492), que facilita la translocación del receptor hacia el núcleo (fig. 12.47). El receptor unido a su ligando se vincula con una secuencia específica del DNA, llamada elemento de respuesta a los glucocorticoides (GRE, glucocorticoid response element). En el gen PEPCK, dicho sitio está localizado corriente arriba del promotor central (fig. 12.44) y la unión activa la transcripción del gen (fig. 12.47). Secuencias de GRE idénticas o similares están situadas corriente arriba de varios genes en cromosomas diferentes. Si el sitio es justo el preferido para la unión, el gen reaccionará con avidez a niveles elevados de glucocorticoides, en tanto que los genes con sitios de adhesión imperfectos responderán según el cambio de la afinidad de unión para el complejo formado por el glucocorticoide y su receptor. En consecuencia, un estímulo único (concentraciones elevadas de glucocorticoides) puede activar de manera simultánea diferentes genes, cada uno en su nivel preciso, lo cual permite que surja una respuesta integral ajustada finamente para cubrir las necesidades de la célula.

Los elementos de respuesta a glucocorticoides preferidos tiene la siguiente secuencia

5′-AGAACAnnnTGTTCT-3′

3′-TCTTGTnnnACAAGA-5′

donde n puede ser cualquier nucleótido. Una secuencia simétrica de este tipo se conoce como palíndromo, porque las dos cadenas tienen la misma secuencia de 5′ a 3′. Se sabe que el GRE consta de dos fragmentos definidos de nucleótidos separados por tres nucleótidos no definidos. La estructura doble de un GRE es importante porque los pares de polipéptidos GR se unen al DNA como dímeros en los que cada subunidad se une a una mitad de la secuencia de DNA que se indica arriba (fig. 12.40). La importancia del GRE en la mediación de la respuesta a una hormona se demuestra de manera más clara si una de estas secuencias se introduce en la región localizada corriente arriba de un gen que en condiciones normales no responde a los glucocorticoides. Cuando células que contienen DNA manipulado en esta forma se exponen a glucocorticoides, se inicia la transcripción del gen corriente abajo del GRE trasplantado. La figura 18.47 presenta la evidencia visual de que la transcripción génica puede estimularse mediante regiones regulatorias externas.

Activación de la transcripción: función de los potenciadores, promotores y coactivadores

Los GRE situados corriente arriba del gen PEPCK, y otros elementos de respuesta que se ilustran en la figura 12.44, se denominan elementos promotores distales para distinguirlos de los elementos proximales situados muy cerca del gen o del promotor central que dicta el sitio de iniciación (fig. 12.45). La expresión de la mayor parte de los genes también se regula mediante elementos del DNA aún más distantes llamados potenciadores. Por lo general, un potenciador contiene múltiples sitios de unión para activadores de la transcripción específicos de secuencia. Los potenciadores se diferencian de los elementos promotores por una propiedad única: pueden ubicarse corriente arriba o corriente abajo del sitio de iniciación, e incluso invertirse (rotar 180°), sin afectar la capacidad de un factor unido para estimular la transcripción. La deleción del potenciador es capaz de disminuir el nivel de transcripción alrededor de 100 veces o más. Un gen típico de mamífero puede tener diferentes potenciadores diseminados en el DNA localizado en la vecindad del gen. Por lo general, diferentes potenciadores se unen a distintos grupos de factores de transcripción y responden de manera independiente a estímulos diversos. Algunos se localizan miles o decenas de miles de pares de bases en dirección 5′ o 3′ del gen cuya transcripción estimulan.⁷

Aun cuando los potenciadores y los promotores pueden estar separados por un gran número de nucleótidos, se cree que los primeros estimulan la transcripción al influenciar fenómenos que ocurren en el promotor central. Los potenciadores y los promotores centrales pueden colocarse en proximidad estrecha porque el DNA involucrado es capaz de formar un asa mediante interacciones entre proteínas vinculadas (fig. 12.48). Si los potenciadores pueden interactuar con promotores situados a distancias tan grandes, ¿qué es lo que evita que un potenciador se una a un promotor no apropiado que se localiza aún más lejos corriente abajo en la molécula del DNA? En esencia, un promotor y sus potenciadores se aíslan de otros elementos promotor/potenciador por medio de secuencias de frontera especializadas conocidas como aisladores.

Una de las áreas más activas de la biología molecular en el decenio pasado se enfocó en los mecanismos por los que la unión de un factor de transcripción a un potenciador estimula el inicio de la formación de un transcrito en el promotor central. Los factores de transcripción realizan esta tarea por la acción de intermediarios conocidos como coactivadores. Estos son grandes complejos que constan de numerosas subunidades y pueden dividirse en dos amplios grupos funcionales: (1) los que interactúan con componentes de la maquinaria de transcripción basal (los factores de transcripción generales y la RNA polimerasa II) y (2) los que actúan en la cromatina para convertirla de un estado hasta cierto punto inaccesible para la maquinaria de transcripción en uno mucho más “amigable”. La figura 12.48 muestra un esquema de cuatro tipos de coactivadores, dos de cada uno de los principales grupos. Estos diferentes tipos de moléculas trabajan juntos de manera ordenada para activar la transcripción de un gen en respuesta a señales intracelulares específicas. Con base en el gran número de factores de transcripción codificados en el genoma y la diversidad limitada de los coactivadores, cada complejo coactivador opera en conjunto con una amplia variedad de factores de transcripción. El coactivador CBP, por ejemplo, que se estudia más adelante, participa en las actividades de cientos de factores de transcripción distintos.

Coactivadores que interactúan con la maquinaria de transcripción basal

La transcripción se realiza a través del reclutamiento y la colaboración posterior de grandes complejos proteínicos. TFIID, uno de los GTF necesarios para iniciar la transcripción (pág. 442), consiste en una docena de subunidades o más. El componente fundamental es la proteína de unión a la secuencia TATA (TBP, TATA-binding protein) que se une a la caja TATA. Su adhesión es facilitada por diversos factores coexistentes llamados factores vinculados con la TBP (TAF, TBP-associated factors). Se cree que algunos factores de transcripción ejercen cierta influencia sobre eventos en el promotor central al interactuar con una o más de estas subunidades de TFIID. Otro coactivador que se comunica de forma directa entre los factores de transcripción unidos al potenciador y la maquinaria de transcripción basal se conoce como Mediador. Este es un enorme complejo de múltiples subunidades que interactúa con la RNA polimerasa II. Es necesario para el funcionamiento de una amplia variedad de activadores de la transcripción y tal vez sea un elemento esencial para transcribir la mayor parte de los genes que codifican proteínas, si no es que de todos. A pesar de todos los esfuerzos, el mecanismo de acción del Mediador aún no está bien definido.

Coactivadores que alteran la estructura de la cromatina

El descubrimiento de los nucleosomas en el decenio de 1970 generó una pregunta importante que aún no se resuelve de manera satisfactoria: ¿qué hace a las proteínas no histónicas (como los factores de transcripción y las RNA polimerasas) capaces de interactuar con el DNA tan compactado alrededor de los núcleos de histona? Un gran cuerpo de evidencia sugiere que de hecho la incorporación del DNA en los nucleosomas impide el acceso a éste e inhibe tanto el inicio como las etapas de elongación de la transcripción. ¿De qué manera las células evitan este efecto inhibitorio generado por la estructura de la cromatina?

Como se revisó en la página 495, cada una de las histonas de un nucleosoma tiene una cola amino terminal flexible que se extiende por fuera de la partícula nuclear y de la hélice de DNA. Las modificaciones covalentes de estas colas tienen efectos importantes en la estructura de la cromatina y su función. Ya se vio que la adición de grupos metilo en residuos de H3K9 puede promover la compactación de la cromatina y la desactivación transcripcional (pág. 501). La adición de grupos acetilo a residuos específicos de lisina en las histonas nucleares tiene un efecto opuesto. Se piensa que, a gran escala, la acetilación de los residuos de histona evita que las fibras de cromatina formen estructuras plegadas y compactas, lo que ayuda a mantener activas las regiones de eucromatina. A una escala menor, este fenómeno incrementa el acceso de regiones específicas del DNA para la interacción con proteínas, lo que promueve la activación de la transcripción. Como se explicará en breve, las enzimas que llevan a cabo estas modificaciones de las histonas son parte de grandes complejos multiproteínicos que participan en la regulación de la expresión génica.

En años recientes se desarrollaron técnicas para conocer la naturaleza de las modificaciones de las histonas de los nucleosomas a una escala del genoma completo. Tales técnicas implican una técnica ChIP similar a la ilustrada en la figura 12.46, pero en lugar de establecer la localización de factores de transcripción particulares, el objetivo es identificar las localizaciones precisas de modificaciones específicas en las histonas dentro del genoma. En vez de usar anticuerpos contra factores de transcripción para precipitar una fracción particular de segmentos de DNA unidos con proteínas, los investigadores utilizan anticuerpos que reconocen de manera específica modificaciones particulares en las histonas, como residuos H3K9 y H4K16 acetilados o H3K4 y H3K36 metilados. Estas cuatro marcas se relacionan con genes activos en términos transcripcionales (fig. 12.18), pero se desconocía su distribución. ¿Las modificaciones específicas en las histonas se extienden de manera uniforme en cada gen o hay diferencias de un extremo al otro?

La figura 12.49 muestra los resultados del análisis de genes activos en el genoma de levaduras y revela diferencias marcadas en varias regiones. Las histonas acetiladas H3 y H4 y los residuos H3K4 metilados se aglomeran en las regiones promotoras y están casi ausentes del cuerpo principal de los genes activos, lo que sugiere que esta modificación es importante sobre todo para la activación de un gen o para la iniciación de su transcripción. En cambio, los residuos H3K36 metilados están casi ausentes de los promotores y se concentran en las regiones que se transcriben de los genes activos. Varios de estos estudios proporcionan una justificación para tales diferencias en la localización y presentan un ejemplo de las relaciones complejas que existen entre las modificaciones de las histonas. Como se describió en la página 443, el comienzo de la transcripción guarda relación con la fosforilación de residuos Ser5 en el CTD de la RNA polimerasa II. Dichos aminoácidos fosforilados actúan como plataforma de reconocimiento de la metiltransferasa de histonas Set1, que metila H3K4 en la cromatina del promotor. Los residuos H3K4 metilados a su vez constituyen sitios de unión de diversos complejos proteínicos, incluidos los que participan en la remodelación de la cromatina (fig. 12.51) y en el corte y empalme de los pre-mRNA (fig. 11.32). En cambio, la metilación de H3K36 es catalizada por la metiltransferasa Set2, que se desplaza con la polimerasa en proceso de elongación. Una vez que este residuo se metila, sirve como un sitio de reclutamiento para otro complejo enzimático (Rpd3S) que cataliza el retiro de grupos acetilo de los residuos de lisina en la porción que se transcribe del gen. Evidencias sugieren que la eliminación de los grupos acetilo de los nucleosomas que siguen a una RNA polimerasa activa previene la iniciación inapropiada de la transcripción dentro de la región codificadora interna de un gen.

Ahora se hará una revisión más detallada de los fenómenos que ocurren en las regiones promotoras de los genes durante la activación de la transcripción. Los grupos acetilo se agregan a residuos de lisina específicos en las histonas nucleares mediante una familia de enzimas conocidas como acetiltransferasas de histonas (HAT, histone acetyltransferases). Al final del decenio de 1990 se descubrió que diferentes coactivadores poseen actividad de HAT; si esta cualidad enzimática se elimina por medio de mutaciones, también se pierde la capacidad para estimular la transcripción. Este descubrimiento evidenció una relación crucial entre la acetilación de las histonas, la estructura de la cromatina y la activación génica. La figura 12.50 muestra la serie ordenada de reacciones que se propone ocurren después de la unión de un factor de transcripción, como el receptor de glucocorticoides, y su elemento de respuesta en el DNA. Una vez que se une a su sitio específico, el activador dirige a un coactivador (p. ej., CBP) hacia una región de la cromatina que se selecciona para la transcripción. Tras posicionarse en el área blanco, el coactivador acetila las histonas nucleares de los nucleosomas cercanos, lo que crea un sitio de unión para el aparato de remodelación de la cromatina (que se revisa más adelante). Las acciones combinadas de estos diferentes complejos incrementan la accesibilidad del promotor a los componentes de la maquinaria de transcripción, que se ensambla en el sitio donde la transcripción tendrá inicio.

La figura 12.50 muestra la actividad de dos coactivadores que afectan el estado de la cromatina. Ya se revisó la forma en que actúan las HAT para modificar las colas de las histonas, ahora se estudiará en forma más detallada el otro tipo de coactivadores, los complejos de remodelación de la cromatina. Éstos utilizan la energía liberada por la hidrólisis de ATP para alterar la estructura y la localización de los nucleosomas en el DNA. A su vez, esto permite la unión de varias proteínas a los sitios reguladores en el DNA. Las máquinas de remodelación de la cromatina mejor estudiadas son miembros de la familia SWI/SNF. Los complejos SWI/SNF, constituidos por nueve a 12 subunidades, no se unen a secuencias de DNA específicas, sino más bien son reclutados en promotores particulares gracias a marcas epigenéticas que aparecen en las histonas u otras proteínas que ya estaban unidas al DNA.

En la figura 12.50 el coactivador CBP acetiló las histonas nucleares y generó un sitio de unión de alta afinidad para el complejo de remodelación. Se cree que, una vez que estos complejos se reclutan en el promotor, alteran las interacciones entre las histonas y el DNA, lo cual puede:

1. promover la movilidad del octámero de histonas de modo que pueda deslizarse a lo largo del DNA a una nueva posición (fig. 12.51, trayectoria 1). En el caso mejor estudiado, la unión de los activadores transcripcionales a un potenciador localizado corriente arriba del gen de IFN-β conduce al desplazamiento de un nucleosoma clave alrededor de 35 pares de bases a lo largo del DNA, lo que expone la caja TATA que antes estaba cubierta por histonas. El deslizamiento ocurre a medida que el complejo de remodelación se transloca a lo largo del DNA.

2. cambiar la conformación del nucleosoma. En el ejemplo que se ilustra en la figura 12.51, trayectoria 2, el DNA ha formado un asa o protuberancia transitoria en la superficie del octámero de histonas, lo cual hace al sitio más accesible para la interacción con proteínas reguladoras de unión al DNA.

3. facilitar el reemplazo de una histona estándar por una variante (pág. 495) que se correlaciona con la transcripción activa. Por ejemplo, el complejo SWR1 intercambia dímeros H2A/H2B por dímeros H2AZ/H2B (fig. 12.51, trayectoria 3).

4. desplazar por completo el octámero de histonas del DNA (fig. 12.51, trayectoria 4). Por ejemplo, se cree que los nucleosomas se desensamblan en forma transitoria mientras un complejo de RNA polimerasa en proceso de elongación se mueve a lo largo del DNA en un gen.

Durante muchos años se han acumulado evidencias que indican que los nucleosomas no tienen una posición aleatoria a lo largo de DNA y, como aspecto de mayor importancia, que sus ubicaciones específicas intervienen en gran medida para regular la transcripción de regiones específicas del genoma. Se han hecho varios intentos para determinar si los nucleosomas están preferentemente presentes o ausentes de sitios particulares en el genoma en un tipo determinado de célula. Para realizar estos estudios, la cromatina se trata con una nucleasa que digiere las porciones del DNA que no están protegidas por su relación con octámeros de histonas. El DNA protegido se disocia luego de las histonas y se reproduce su secuencia. Estas técnicas permiten a los investigadores preparar mapas de las posiciones de los nucleosomas en el DNA en todo el genoma. Los análisis más completos de la posición de los nucleosomas se han realizado en células de levaduras y proporcionan una perspectiva un poco distinta de la visión clásica basada en años de estudios bioquímicos sobre la transcripción de genes individuales en células de mamíferos que se presentó en la figura 12.50.

Los estudios sobre células de levaduras sugieren que la mayor parte de los genes comparten una arquitectura común de cromatina, que se muestra en la figura 12.52. Como se indica en esta figura, los nucleosomas no se distribuyen en forma aleatoria en el DNA, sino que tienen una posición adecuada sorprendente. Lo más notable es que las secuencias promotoras tienden a encontrarse dentro de las regiones libres de nucleosomas (NFR, nucleosome-free regions) (fig. 12.52), flanqueadas en ambos lados por dos nucleosomas muy bien posicionados que se identifican como +1 y −1 en la figura 12.52. Es probable que la NFR alrededor del promotor sea un factor importante para permitir el acceso a estos sitios blanco en el DNA mediante factores reguladores. De todos los nucleosomas en un gen de levadura, el conocido como −1 experimenta las modificaciones más extensas con la activación de la transcripción. Este nucleosoma puede moverse a un nuevo sitio, salir del DNA, someterse a modificaciones extensas o tener un intercambio de histonas. Los nucleosomas en posición distal (+1, +2, +3, etc.) también experimentan muchas de estas mismas alteraciones durante la activación de la transcripción, pero el grado en que ocurren disminuye con la distancia del sitio de inicio de la transcripción. Todavía no está claro si las regiones promotoras de la mayor parte de los genes no transcritos en eucariotas superiores tienden a estar relativamente cubiertas por nucleosomas (“promotores cerrados”), como se muestra en la figura 12.50, o libres de ellos, como se sugiere en la figura 12.52. Incluso si el sitio de inicio de la transcripción estuviera cubierto por un nucleosoma, algunos estudios sugieren que éste podría ser menos estable que sus vecinos y contener variantes de histonas (H3.3 y H2A.Z) en vez de las proteínas centrales corrientes. Sin importar la topología específica de los nucleosomas, las regiones promotoras de la cromatina son los blancos de una gran variedad de enzimas modificadoras de histonas (p. ej., acetiltransferasas, desacetilasas, metiltransferasas y desmetilasas), de complejos remodeladores de cromatina (p. ej., SWI/SNF), y de factores de transcripción con especificidad génica.

Activación de la transcripción en polimerasas pausadas

A lo largo de esta explicación sobre la activación de la transcripción, se describió cómo los factores responsables se unen a promotores e inducen el reclutamiento de GTF, complejos modificadores de cromatina y RNA polimerasa II, lo que inicia la transcripción. Resultó sorprendente aprender que las RNA polimerasas también se unen a los promotores de muchos genes que no presentan evidencia de transcripción. En algunos casos, la RNA polimerasa situada en uno de estos genes “en desactivación transcripcional” en realidad inicia la síntesis de moléculas de RNA, pero no cambia hasta la etapa de elongación de la transcripción. En otros casos, la polimerasa termina por sintetizar un RNA de 30 nucleótidos, en promedio, y después cesa su actividad. Cualquiera que sea el escenario, nunca se generará un transcrito primario completo. Según un modelo, las moléculas de RNA polimerasa situadas en un punto distal a los promotores se mantienen en el estado pausado por los factores inhibidores unidos (p. ej., DISF y NELF). La inhibición se libera cuando (1) éstos son fosforilados por cinasas estimuladoras (p. ej., P-TEFb) y (2) factores de elongación (p. ej., ELL) son reclutados hasta llegar a la polimerasa (como se observa en la figura 11.20b). Los datos de los estudios anteriores han sugerido que algunos factores de la transcripción (como Myc) pueden estimular transcripción de algunos genes al actuar sobre la elongación de transcripción y también al inicio de este fenómeno. Puesto que no se necesita el ensamblaje de la maquinara de transcripción en el promotor, la liberación inducida de las polimerasas pausadas puede facilitar la activación rápida de genes en respuesta a señales de desarrollo o del entorno.

Represión de la transcripción

Como es evidente en las figuras 12.2 y 12.3, el control de la transcripción en las bacterias recae en especial sobre los represores que bloquean la transcripción. Aunque las investigaciones en eucariotas se enfocan sobre todo en factores que activan o potencian la transcripción de genes específicos, es evidente que dichos organismos también poseen mecanismos de regulación negativa.

Se sabe que la activación de la transcripción se relaciona con cambios en el estado o la posición, o ambos, de los nucleosomas en una región particular de la cromatina. El estado de acetilación de la cromatina es una propiedad dinámica; así como existen enzimas que agregan grupos acetilo (HAT), también hay algunas que los retiran. La eliminación de estos grupos la efectúan las desacetilasas de histonas (HDAC, histone deacetylases). En tanto que las HAT se vinculan con la activación de la transcripción, las HDAC se relacionan con la represión de este evento. Éstas se presentan como subunidades de los grandes complejos descritos como correpresores. Estos son similares a los coactivadores, excepto que son reclutados en loci genéticos específicos por factores transcripcionales (represores) que hacen que los genes blanco se silencien en vez de ser activados (fig. 12.53). Es posible que el avance de determinados tipos de cáncer dependa de la capacidad de las células tumorales para reprimir la actividad de ciertos genes. En la actualidad se prueban varios fármacos anticancerosos (p. ej., el vorinostat) que inhiben enzimas HDAC específicas.

Estudios recientes indican que la eliminación de grupos acetilo de las colas de las histonas se acompañan de otra modificación: la metilación del residuo de lisina en la posición número 9 de las moléculas H3. Quizá se recuerde que esta modificación, H3K9me, se describió en la página 501 como un evento fundamental en la formación de la heterocromatina. Parece que esta misma modificación también participa en procesos de represión transcripcional mucho más dinámicos que ocurren dentro de las regiones de eucromatina del genoma. La figura 12.53 sugiere uno de los diferentes modelos posibles de represión de la transcripción que incorporan numerosos aspectos de la modificación de la cromatina.

Metilación del DNA

Uno de los factores fundamentales que intervienen en la inactivación de una región del genoma es la metilación de DNA. El análisis del DNA de los mamíferos y otros vertebrados indica que uno de cada 100 nucleótidos porta un grupo metilo añadido, que siempre se une al carbono 5 de una citocina. Los grupos metilo se agregan al DNA por medio de una familia de enzimas pequeñas denominadas metiltransferasas de DNA, codificadas en seres humanos por genes DNMT. Se cree que esta simple modificación química sirve como una marca epigenética o “etiqueta” que permite que ciertas regiones del DNA se identifiquen y utilicen de manera diferente de otras regiones. En mamíferos, los residuos de metilcitosina son parte del dinucleótido 5′-CpG-3′ dentro de una secuencia simétrica, como

en la cual los puntos rojos indican la posición de los grupos metilo.⁸ Por ser una marca epigenética verdadera, el perfil de la metilación de DNA se conserva durante todas las divisiones celulares repetidas; tal tarea es realizada por la enzima Dnmt1, que viaja con la horquilla de réplica y metila las cadenas de DNA hijas al copiar el perfil de metilación de las cadenas progenitoras.

La mayoría de los residuos metilcitosina en el DNA se localizan dentro de secuencias repetidas no codificadoras, principalmente elementos transponibles (pág. 410). Se piensa que la metilación mantiene estos elementos en un estado inactivo. Los organismos que alojan DNMT mutantes tienden a presentar un aumento marcado en la actividad de transposición, lo cual es nocivo para la salud del organismo. Como se expuso en la página 460, los piRNA actúan como mediadores de la supresión de elementos trasponibles en células germinativas. Durante la formación de gametos masculinos (p. ej., durante la espermatogénesis), los piRNA actúan al guiar la maquinaria de metilación de DNA hasta sitios en que están dentro del genoma elementos “transferibles”.

Metilación de DNA y represión de la transcripción Además de la supresión general de elementos trasponibles, la metilación del DNA se ha implicado desde hace mucho tiempo en la represión de la transcripción de genes específicos. En años recientes se han creado técnicas para identificar los residuos de citocina específicos que están metilados en todo el genoma en una población particular de células. Los estudios en cuestión confirman que (1) las regiones promotoras de genes inactivos tienden a mostrar metilación más intensa que las de genes activos y (2) los patrones de metilación de DNA varían de un tipo celular a otro y ello refleja la actividad diferencial de genes entre diversos tejidos. Gran parte de las evidencias sugiere que la metilación del promotor de un gen sirve más para conservarlo en un estado de expresión reprimida que como mecanismo de inactivación inicial. Como un ejemplo, la inactivación de genes en el cromosoma X de mamíferos hembras (pág. 498) ocurre antes de una onda de metilación del DNA que se piensa que lo convierte en un estado de represión permanente.

¿Cómo es que una célula particular determina los promotores que deben metilarse y de qué manera dicho evento refuerza el estado de represión transcriptiva del gen? La metilación del DNA se ha vinculado de manera estrecha con otra marca epigenética represora, que es la metilación de las histonas. Puede ser que la inactivación génica comience con el establecimiento de un perfil de represión transcriptivo de modificaciones en las histonas centrales de regiones promotoras y que dichas colas modificadas recluten el aparato de metilación de DNA en tales nucleosomas. Una vez metilado el DNA de dichas regiones, los residuos de citocina metilados pueden actuar como sitios de unión para reclutar más enzimas modificadoras de histonas que reprimen y compactan todavía más la cromatina de ese promotor (como en la fig. 12.53).

Aunque la metilación del DNA es una marca epigenética relativamente estable, la transmisión de estas etiquetas de una célula progenitora a sus hijas está sujeta a regulación. Los cambios importantes en los niveles de metilación del DNA que tienen lugar durante la vida de un mamífero se muestran en la figura 12.54. El primer cambio importante en el nivel de metilación ocurre entre la fertilización y las primeras divisiones del cigoto, cuando el DNA pierde las “marcas” de metilación que heredó de la generación previa. Luego, cerca del periodo en que el embrión se implanta en el útero, una onda de metilación nueva (o de novo) se disemina a través de las células y establece un nuevo patrón de metilación en todo el DNA. Aún se desconocen las señales que determinan si un gen específico en una célula determinada es blanco para la metilación o está libre en este periodo. Es evidente, sin embargo, que los patrones anormales de metilación del DNA a menudo se acompañan de enfermedades. Por ejemplo, la aparición de tumores suele depender de metilación aberrante y del silenciamiento ulterior de genes cuya expresión en condiciones normales suprimiría la proliferación tumoral.

La metilación del DNA no es un mecanismo universal para inactivar genes eucariotas. Por ejemplo, no se ha observado metilación del DNA en levaduras ni en nematodos. En cambio, el DNA de plantas a menudo está muy metilado y estudios en células de plantas cultivadas indican que, como en animales, la metilación del DNA se relaciona con la inactivación de genes. En un experimento, plantas tratadas con compuestos que interfieren con la metilación del DNA produjeron un número mucho mayor de hojas y tallos florales. Más aún, las flores de estos tallos tenían una morfología muy alterada.

Uno de los ejemplos más notables de la función de la metilación del DNA en el silenciamiento de la expresión génica ocurre como parte de un fenómeno epigenético conocido como impronta genómica, que es exclusivo de los mamíferos.

Impronta genómica

Hasta mediados del decenio de 1980 se suponía que un grupo de cromosomas heredados del padre era equivalente en funciones al grupo correspondiente que proviene de la madre. Pero, como otras deducciones muy generales, esta aseveración no pudo probarse. De hecho, el que ciertos genes sean activos o inactivos durante el desarrollo temprano de mamíferos sólo depende de si fueron aportados al cigoto por el espermatozoide o por el ovocito. Por ejemplo, el gen que codifica el factor de crecimiento fetal IGF2 sólo es activo en el cromosoma transmitido del padre. En cambio, el que produce un conducto de potasio específico (KVLQT1) sólo tiene actividad en el cromosoma heredado de la madre. Se dice que los genes de este tipo están impresos de acuerdo con su origen parental. La impronta puede considerarse un fenómeno epigenético (pág. 509), porque las diferencias entre los alelos son heredadas de uno de los padres pero no se basan en las disimilitudes de las secuencias del DNA. Se estima que el genoma de los mamíferos contiene cuando menos 80 genes impresos localizados en diferentes grupos en los cromosomas.

Se piensa que la impronta de los genes ocurre como resultado de un proceso de metilación selectiva de ciertas regiones que controlan la expresión de los alelos femeninos o de los masculinos. En consecuencia, las versiones materna o paterna de los genes impresos difieren de manera importante en su grado de metilación. Además, los ratones que carecen de la enzima metiltransferasa de DNA (Dnmt1) son incapaces de mantener la impronta de los genes que heredan. Las ondas de desmetilación y remetilación que ocurren en el embrión temprano no afectan el estado de metilación de los genes (fig. 12.54). En consecuencia, los mismos alelos que se inactivan a causa del proceso de impronta en los huevos fertilizados no se expresarán en las células del feto ni en la mayor parte de los tejidos del adulto. La excepción principal ocurre en las células germinales, donde la impronta heredada de los padres se borra durante el desarrollo temprano y después se restablece cuando cada individuo produce sus propios gametos. Deben existir algunos mecanismos por los que genes específicos (p. ej., KVLQT1) se seleccionan para su inactivación durante la formación de esperma, en tanto que otros genes (p. ej., IGF2) no se expresan durante la formación del ovocito. Cada uno de los cúmulos de genes impresos produce uno o más RNA no codificadores. Éstos tienen una función clave para dirigir la desactivación de genes cercanos en muchos de los cúmulos.

Las alteraciones en los patrones de impronta se relacionan con diferentes trastornos genéticos humanos, en particular con aquellos que comprenden un grupo de genes impresos que residen en el cromosoma 15. El síndrome de Prader-Willi (PWS, Prader-Willi syndrome) es una alteración neurológica hereditaria que se caracteriza por retraso mental, obesidad y desarrollo gonadal deficiente. El trastorno aparece cuando el cromosoma 15 heredado del padre porta una deleción en una región pequeña que contiene los genes impresos. Como el cromosoma paterno porta una deleción de uno o más genes y el materno tiene la versión inactiva de la región homóloga, los individuos carecen de copias funcionales de uno o más genes. Aunque la impronta de éstos es de por vida en un individuo, se conocen casos en los que dicho fenómeno se revierte. De hecho, la pérdida de la impronta del gen IGF2 ocurre en alrededor de 10% de la población, lo cual da por resultado aumento en la producción del factor de crecimiento codificado. Los individuos con esta alteración epigenética están en riesgo mucho mayor de desarrollar cáncer colorrectal. Se descubrió el caso de una mujer que a causa de una supuesta deficiencia de una enzima encargada de la metilación del DNA producía ovocitos sin impronta de genes. Cuando se fertilizaron, estos cigotos no lograron desarrollarse más allá de la implantación, lo que demuestra la naturaleza esencial de esta contribución epigenética.

¿Qué posible función tiene la impronta genómica en el desarrollo de un embrión? Aunque existen diferentes propuestas para contestar esta pregunta, no hay una respuesta definitiva. Según un investigador, es un “fenómeno en busca de una razón” y aquí es donde esta obra abandona el tema.

RNA largos no codificadores como represores de la transcripción

Como se expuso en la página 461, una gran fracción del genoma de mamíferos se transcribe en RNA que incluyen miles de especies que tienen el tamaño suficiente para ser descritas como RNA largos no codificadores (lncRNA, long noncoding RNAs). Se han estudiado en detalle las funciones de algunas de estas moléculas, incluyendo numerosas especies involucradas en la impronta genómica o en la inactivación del cromosoma X. Los datos de tales estudios sugieren que los lncRNA actúan como moléculas con especificidad de secuencias que orientan a los complejos proteínicos hasta llegar a sitios precisos de la cromatina. A semejanza de Xist (pág. 499), casi todos los lncRNA al parecer intervienen en la concertación de la represión transcriptiva, aunque algunos pueden ayudar a activar la transcripción en algunos loci.

Un ejemplo de la represión génica mediada por lncRNA se advierte en la expresión de los genes humanos HOX, cuyas proteínas codificadas intervienen de manera decisiva para determinar el eje anterior-posterior del embrión en fases tempranas. El extremo 5′ del lncRNA HOTAIR (transcrito a partir del locus HOXC en el genoma humano) se liga al complejo PRC2, en tanto que el extremo 3′ se une al complejo CoREST. PRC2 contiene una metiltransferasa de histonas que es específica para el residuo K27 de las colas de las histonas centrales H3. La metilación de H3K27 es una modificación represora que conserva el estado de transcripción inactivo de la cromatina de los genes a los que se agregó. CoREST es un complejo correpresor que se muestra en la figura 12.53. En esa situación, CoREST actuó como correpresor gracias al vínculo con una deacetilasa de histonas. En el caso de la figura 12.55, CoREST se vincula con una desmetilasa de histonas que separa grupos metilo de los residuos K4 de la histona H3. Tal como se presenta en la figura 12.49, H3K4 metilada es una marca de genes activos y, en consecuencia, la remoción de grupos metilo agregados culmina en la represión de la transcripción. HOTAIR guía a estos dos complejos proteínicos represivos para llevarlos a otro locus (HOXD) situado en un cromosoma diferente. Mientras esto ocurre, PCR2 y CoREST modifican la cromatina adyacente e inhiben su transcripción. Éste no es un fenómeno aislado: el análisis de todo el genoma con la tecnología ChIP-chip (pág. 524) indica que más de 700 genes en los fibroblastos de humanos son ocupados por PRC2 y CoREST, y HOTAIR constituye el vínculo entre los dos complejos.

Se ha propuesto que los lncRNA actúan como andamios para que los complejos proteínicos queden en íntima cercanía con los sitios efectores específicos en el genoma, en los cuales desempeñan sus funciones modificadoras de la cromatina. Cuando hay bloqueo selectivo de la expresión de un gran número de lncRNA, los perfiles de expresión génica de las células afectadas pueden alterarse de forma impresionante, lo cual sugiere que estas moléculas pueden desempeñar una función generalizada en la regulación de la expresión de los genes. Tales reguladores génicos pueden tener importantes funciones biológicas. Por ejemplo, cuando en células madre embrionarias son bloqueados algunos lncRNA, las células pierden su estado pluripotencial (pág. 21) y expresan genes que son característicos de linajes específicos que por lo normal estarían reprimidos.

Una vez transcrito el RNA, de manera típica debe pasar por una serie de fenómenos de procesamiento antes de ser funcional. Tal situación se observa en particular en los mRNA, a los que hay que agregar un casquete 5′ (consúltese la fig. 11.21), cortar y empalmar de forma precisa y añadir una cola de poli(A) (poliadenilato) intacta en el extremo 3′. Es necesario que cada uno de los fenómenos mencionados sea regulado de manera apropiada para permitir que un mRNA salga del núcleo y actúe como una plantilla para el ensamblado proteínico. Los genes de plantas y animales complejos contienen innumerables intrones y exones y los primeros deben separarse con toda exactitud para que sean transportados a través del poro nuclear. Sin embargo, el patrón de corte de intrones está sujeto a una regulación impresionante y permite que surjan múltiples productos proteínicos partiendo del mismo gen. La vía de corte y empalme particular que se sigue puede depender de la fase particular del desarrollo o del tipo de célula o tejido por considerar. En la situación más sencilla, se puede retener o eliminar un exón específico del transcrito. Un ejemplo de este tipo de corte y empalme alternativos tiene lugar durante la síntesis de la fibronectina, una proteína que se encuentra tanto en el plasma sanguíneo como en la matriz extracelular (fig. 12.56). La fibronectina (generada por fibroblastos y retenida en la matriz) es codificada por un mRNA que contiene dos exones más que la versión de la proteína que las células hepáticas sintetizan y se secretan a la sangre. Los péptidos adicionales son codificados por porciones del pre-mRNA que se retienen durante el procesamiento en los fibroblastos pero que se remueven durante el procesamiento en el hepatocito.

Una situación más compleja se observa en el gen Dscam, que codifica una familia de moléculas de adhesión celular que se expresan en la superficie de la célula y que guían a los axones durante la fase inicial del desarrollo neuronal en moscas de la fruta. Se ha dicho que interviene un homólogo en las características del síndrome de Down en humanos. En las moscas de la fruta, dicho gen comprende 24 exones pero incluye múltiples versiones alternativas de los exones 4, 6, 9 y 17 (fig. 12.57). De manera sobresaliente, como consecuencia de los patrones combinatorios que pueden generarse al seleccionar uno de los exones variables, un solo gen Dscam es capaz de codificar hasta 38 106 moléculas diferentes de adhesión celular. El genoma de la mosca de la fruta contiene sólo unos 14 000 genes, lo cual ilustra la forma en que el corte y empalme alternativos permite que un genoma relativamente pequeño codifique un proteoma mucho más grande.

La regulación del corte y empalme alternativos que permite a una neurona seleccionar una sola isoforma de Dscam particular, y no otra, es un fenómeno complejo y constituye un objetivo importante de las investigaciones actuales en relación con todos los otros fenómenos de corte y empalme. El mecanismo por el cual un exón particular es incluido o no depende más bien del hecho de que la maquinaria de corte y empalme escoja o no sitios específicos 3′ y 5′ para ser cortados (pág. 450). Muchos factores pueden influenciar la selección del sitio de corte y empalme. Algunas de estas regiones se describen como “frágiles”, lo que indica que la maquinaria de corte y empalme puede ignorarlos bajo ciertas condiciones. El reconocimiento y el uso de los sitios de corte y empalme frágiles se controlan mediante secuencias en el RNA, que incluyen los potenciadores exónicos de corte y empalme (pág. 453) que se localizan dentro de los exones cuya inclusión es regulada. Dichas secuencias sirven como sitio de unión para proteínas reguladoras específicas. Si una proteína reguladora está presente y activa en una célula, puede unirse al potenciador de corte y empalme y reclutar los factores necesarios hacia un sitio frágil cercano a 3′ o 5′. El empleo de estas regiones resulta en la inclusión del exón dentro del mRNA. La figura 12.58 describe un modelo de la forma en que este mecanismo puede trabajar. Si la proteína reguladora no se produce en la célula, los sitios de corte y empalme vecinos no se reconocen y el exón se elimina junto con los intrones flanqueadores.

Edición del RNA

Otra forma en la que puede regularse la expresión génica después de la transcripción es mediante la edición del mRNA, en la que nucleótidos específicos se transforman en otros después que se transcribe el RNA. La edición de RNA puede crear nuevos sitios de corte y empalme, generar codones de detención o producir sustituciones de aminoácidos. Aunque no es un fenómeno tan difundido como el corte y empalme alternativos, la edición del RNA es muy importante en el sistema nervioso, donde un número significativo de mensajes parecen convertir una o más adeninas (A) en inosinas (I). Esta modificación produce la eliminación enzimática de un grupo amino del nucleótido. Luego, la maquinaria de traducción lee a la I como G. El receptor para glutamato, que media la transmisión sináptica estimulante en el cerebro (pág. 170), es un producto de la edición del RNA. En este caso, el cambio de A en I genera un receptor para glutamato cuyo conducto interno es impermeable a los iones Ca²+. Ratones con modificaciones genéticas que son incapaces de realizar este paso específico presentan convulsiones epilépticas graves y mueren semanas después de nacer. Otro ejemplo importante de la edición del RNA se refiere a la apolipoproteína B (una molécula transportadora de colesterol). Los complejos de lipoproteínas de baja densidad (LDL, low-density lipoproteins) descritos en la página 313 se producen en el hígado y contienen apolipoproteína B-100, que se traduce a partir de un mRNA de unos 14 000 nucleótidos de largo. En el intestino, la citidina en el nucleótido 6666 del RNA se convierte por medios enzimáticos en uridina, lo que genera un codón de detención (UAA) que termina la traducción. La versión truncada de la proteína (la apolipoproteína B-48) se produce sólo en las células del intestino delgado, donde tiene una función esencial en la absorción de grasas.

El control de la traducción comprende muy diversos mecanismos reguladores que afectan la formación de proteínas a partir de los mRNA transportados previamente del núcleo al citoplasma. Los factores considerados bajo este rubro regulatorio general incluyen (1) la localización de mRNA en ciertos sitios dentro de la célula, (2) si un mRNA se traduce o no y con qué frecuencia y (3) la vida media de dicha molécula, una propiedad que determina cuántas veces se traduce el mensaje.

Los mecanismos que controlan la traducción suelen operar por medio de interacciones entre mRNA específicos, microRNA y varias proteínas presentes dentro del citoplasma. En la página 444 se destacó que los mRNA contienen segmentos no codificantes conocidos como regiones no traducidas (UTR, untranslated regions) en sus extremos 5′ y 3′. La UTR 5′ se extiende desde el capuchón 5′ hasta el codón de inicio AUG, en tanto que la UTR 3′ va desde el codón de terminación hasta el extremo del transcrito de RNA (fig. 11.21). Aunque durante muchos años las regiones no traducidas del mensaje se ignoraron, se descubrió que las UTR contienen secuencias nucleotídicas que la célula utiliza para mediar el control de la traducción. En las células eucariotas diversos procesos biológicos importantes dependen de la traducción de mRNA almacenados que no se traducen de inmediato después de entrar al citoplasma. Como un ejemplo, muchos mRNA se guardan en óvulos no fecundados que deben permanecer inactivos hasta la fecundación y el desarrollo ulterior. El comienzo de la traducción de tales mRNA durante la fase temprana del desarrollo comprende, como mínimo, dos fenómenos distintos: la separación de proteínas inhibidoras unidas y el incremento de la longitud de las colas de poli(A) por acción de una enzima que reside en el citoplasma del óvulo. Estos eventos se ilustran en el modelo de la activación de la traducción en embriones de Xenopus en la figura 12.59 y con ello se destaca el hecho de que los extremos 5′ y 3′ de los mRNA suelen comunicarse por interacciones entre proteínas para así regular la traducción.

Comienzo de la traducción

Las células procariotas poseen mRNA policistrónicos que codifican numerosos polipéptidos, en tanto que los mRNA eucariotas son por lo general monocistrónicos y codifican una sola proteína. En ambos casos la traducción comienza en el codón AUG, pero la forma en que el ribosoma detecta este codón de iniciación es por completo diferente y aporta un mecanismo para regular de manera diferencial la producción global de proteínas. Se comenzará con el inicio de la traducción eucariota porque es un fenómeno muy sencillo: el primer triplete AUG localizado corriente abajo del capuchón de 7-metilguanosina siempre constituye el codón de iniciación. La pequeña subunidad del ribosoma se ensambla en la estructura del capuchón y se desplaza hasta detectar el primer codón AUG, después se une la gran subunidad del ribosoma y comienza la traducción (fig. 11.47). Se conocen unos cuantos ejemplos en los que un sitio de entrada del ribosoma interno (IRES, internal ribosome entry site) permite que el ribosoma comience en un AUG diferente al antes mencionado, pero la mayor parte de los mRNA está estructurada de tal forma que la traducción comienza en el primer AUG corriente abajo del capuchón.

Se han identificado diversos mecanismos que regulan la rapidez de la traducción de los mRNA en respuesta a exigencias celulares cambiantes. Cabría considerar que algunos de los mecanismos en cuestión actúan en sentido global, porque modifican la traducción de todos los mensajes. Cuando se somete a una célula humana a ciertos estímulos estresantes, se activa una proteína cinasa que fosforila el factor de iniciación eIF2, lo cual bloquea la síntesis proteínica. Como se expuso en la página 469, el complejo eIF2-GTP lleva al tRNA iniciador hasta la pequeña subunidad ribosómica, después de lo cual es transformado en eIF2-GDP y se libera. La versión fosforilada de eIF2 no puede cambiar su GTP por GDP, lo cual es necesario para que eIF2 participe en otra ronda de inicio de la traducción. Es interesante destacar que se han identificado cuatro proteínas cinasas diferentes que fosforilan el mismo residuo Ser de la subunidad eIF2α para inhibir la traducción. Cada una de estas cinasas se activa después de un estímulo diferente, como el choque térmico, las infecciones virales, la presencia de proteínas no plegadas o el agotamiento de aminoácidos. De este modo, cuando menos cuatro vías de estimulación diferentes convergen para inducir la misma respuesta.

Otros mecanismos influyen en la rapidez de la traducción de mRNA específicos por medio de la acción de proteínas que reconocen elementos determinados en UTR de dichos mensajeros. Uno de los ejemplos mejor estudiados comprende el mRNA que codifica la proteína ferritina. Esta última secuestra átomos de hierro en el citoplasma de las células y así las protege de los efectos tóxicos del exceso del metal libre. La traducción de los mRNA de ferritina es regulada por un represor específico, denominado proteína reguladora de hierro (IRP, iron regulatory protein), cuya actividad depende de la concentración de hierro libre (no ligado) dentro de las células. En concentraciones pequeñas del metal, la IRP se une a una secuencia específica en la UTR 5′ del mRNA llamada elemento de respuesta al hierro (IRE, iron-response element) (fig. 12.60). La IRP ligada interfiere de forma física con la unión de un ribosoma al extremo 5′ del mRNA y con ello inhibe el comienzo de la traducción. En concentraciones grandes de hierro se modifica la IRP al grado de perder su afinidad por el IRE. La disociación de la IRP a partir del mRNA de ferritina hace que el aparato traduccional tenga acceso a éste y se sintetice la proteína codificada.

En el caso de las células procariotas, el proceso del inicio de la traducción es más complejo, porque hay múltiples codones de comienzo en un mensaje policistrónico y los ribosomas deben detectar los sitios precisos. Desde el punto de vista de la regulación, cabría anticipar que todos los marcos de lectura abiertos en un mRNA policistrónico se deben traducir en niveles iguales. Sin embargo, no siempre es así. El mecanismo utilizado para identificar con certeza los codones de inicio es la presencia de la secuencia Shine-Dalgarno que se localiza justo corriente arriba de los codones de inicio. Como se expuso en la página 468, dicha secuencia muestra complementariedad con una región del rRNA 16S dentro de la pequeña subunidad del ribosoma. El apareamiento de bases entre la secuencia de Shine-Dalgarno y el rRNA 16S hace que la pequeña subunidad quede justo corriente arriba de un codón de inicio, lo cual permite la entrada de la subunidad grande y el comienzo de la traducción. En algunos mRNA la secuencia de Shine-Dalgarno se complementa perfectamente con el rRNA 16S y por ello el comienzo del fenómeno es muy eficiente. En el caso de otros mRNA la secuencia mencionada tal vez no constituya un complemento exacto del rRNA 16S, de tal forma que será menos eficiente el comienzo de la traducción. De esta manera se puede regular la cantidad de proteínas producidas a partir de cada marco de lectura abierto dentro de un mRNA policistrónico. Por ejemplo, quizás se necesite la enzima A en el operón trp en niveles mucho más altos que los necesarios con los otros cuatro. Una secuencia de Shine-Dalgarno perfecta corriente arriba del codón de inicio para la enzima A y un apareamiento imperfecto para los otros cuatro permitiría un comienzo más eficiente para este cuadro de lectura abierto, en comparación con los demás.

Localización citoplásmica de los mRNA

En las células eucariotas, la localización de mRNA específicos en regiones particulares del citoplasma de una célula es un mecanismo importante por el cual las células establecen dominios citosólicos con funciones distintivas. Innovaciones recientes en técnicas de imagen con células vivas han permitido a los investigadores rastrear los movimientos de mRNA específicos fuera del núcleo y a través del citoplasma. A continuación se estudia en forma breve la mosca de la fruta, cuyas etapas de ovocito y larvaria y adulta se ilustran en la figura 12.61a. El desarrollo del eje anteroposterior (cabeza-abdomen) de una larva de mosca y del subsecuente adulto es anticipado por la localización de mRNA a lo largo del mismo eje en el ovocito. Por ejemplo, los mRNA transcritos del gen bicoid durante la ovogénesis se localizan preferentemente en el extremo anterior del ovocito, mientras que los mRNA transcritos del gen oskar se ubican en el extremo opuesto (fig. 12.61b,c). Luego, los mRNA se traducen en el sitio de localización donde se acumula la proteína recién sintetizada. La proteína que el mRNA de bicoid codifica tiene una función crucial en el desarrollo de la cabeza y el tórax, en tanto que el producto del gen oskar se requiere para la formación de las células germinales, que se desarrollan en la parte posterior de la larva.

La información que regula la localización citoplásmica de un mRNA reside en la UTR 3′. Lo anterior se demuestra al utilizar moscas de la fruta que portan un gen extranjero cuya región codificante se fusiona a una secuencia de DNA que contiene la UTR 3′ de los mRNA de bicoid o de oskar. Cuando un gen extranjero se transcribe durante la ovogénesis, el mRNA puede localizarse en un sitio que la UTR 3′ determina. La localización de los mensajeros está mediada por proteínas específicas que reconocen secuencias de localización (llamadas códigos zip) en esa región del mRNA.

Los microtúbulos, y las proteínas motoras que los utilizan como vehículos, desempeñan una función importante en el transporte del mRNA hacia localizaciones específicas. Por ejemplo, la ubicación de los mRNA del gen oskar en un ovocito de mosca de la fruta puede alterarse con fármacos, como la colchicina, que despolimerizan los microtúbulos y mediante mutaciones que alteran la actividad de la proteína motora cinesina I. Por otra parte se piensa que los microfilamentos anclan los mRNA después que éstos llegan a su destino final. La localización de los mRNA no se restringe a los huevos y los ovocitos, sino que ocurre en todos los tipos de células polarizadas. Por ejemplo, se observa que los mRNA de actina se encuentran cerca del extremo de avance de un fibroblasto en migración, que es el sitio donde dicha proteína es necesaria para la locomoción (fig. 12.61d). Durante el proceso de localización, la traducción de los mRNA es inhibida de manera específica por proteínas relacionadas.

Control de la estabilidad del mRNA

Entre mayor sea el tiempo que un mRNA está en una célula, más veces funcionará como plantilla para la síntesis de un polipéptido. Si una célula debe controlar la expresión de genes, es importante que regule tanto la supervivencia del mRNA como la síntesis de éste. A diferencia de un mRNA procariota, que comienza a degradarse en su extremo 5′ antes que su extremo 3′ esté completo, la mayor parte de los mRNA eucariotas tiene una vida media hasta cierto punto larga, aunque muy variable. El mRNA del gen FOS, por ejemplo, que participa en el control de la división celular, se degrada con rapidez en la célula (vida media de 10 a 30 min). En cambio, el mRNA que codifica la producción de proteínas dominantes de una célula particular, como la hemoglobina en el precursor de un eritrocito o la ovoalbúmina en una célula de oviducto de gallina, casi siempre tiene una vida media de más de 24 h. Por lo tanto, como sucede con la localización del mRNA o la tasa de inicio de la traducción del mismo, la maquinaria reguladora de la célula puede reconocer mRNA específicos y darles un tratamiento diferente.

Salvo que se brinde protección por medio de mecanismos como los utilizados en óvulos no fecundados (pág. 536), experimentan una degradación rápida los mRNA cuyas colas de poli(A) son cortas o no existen; ello sugiere que la longevidad de los mensajeros depende de la longitud de sus colas de poli(A). Cuando un mRNA típico abandona el núcleo, contiene una cola de cerca de 200 residuos de adenosina (fig. 12.62a, paso 1). Cuando un mRNA permanece en el citoplasma, la longitud de su cola de poli(A) tiende a reducirse en forma gradual conforme se degrada por efecto de una exonucleasa conocida como desadenilasa. No se observan efectos en la estabilidad del mRNA hasta que la cola se reduce a alrededor de 30 residuos (paso 2). Una vez que esto ocurre, el mRNA suele degradarse con rapidez por otras dos vías. En una de éstas (que se muestra en la fig. 12.62a) la degradación del mRNA comienza en su extremo 5′ después de la remoción de la cola de poli(A) en el extremo 3′ del mensajero. El hecho de que esta última estructura proteja el capuchón 5′ de la molécula sugiere que los dos extremos del mRNA se mantienen en proximidad cercana (fig. 11.47). Una vez que la cola 3′ se elimina (paso 3 de la fig. 12.62a), se elimina el capuchón del mensajero (paso 4) y éste se degrada en dirección 5′ a 3′ (paso 5). La desadenilación, el retiro del capuchón y la degradación 5′ → 3′ ocurren dentro de pequeños gránulos citoplásmicos transitorios llamados cuerpos P (fig. 12.62c). Además de destruir mRNA “no deseados”, dichas estructuras también actúan como sitios en los que se almacenan por un tiempo los mRNA que ya no se traducen. En la vía alterna de degradación que se muestra en la figura 12.62b, la deleción de la cola de poli(A) (paso 3a) es seguida por la digestión continua del mRNA desde su extremo 3′ (paso 4a). La digestión de mRNA en dirección 3′ → 5′ la efectúa una exonucleasa que es parte de un complejo conocido como exosoma.

Debe haber más mecanismos que participan en la longevidad del mRNA que la simple longitud de su cola de poli(A), puesto que tienen vidas medias muy diferentes con secuencias de poliadenilato de tamaño similar. Una vez más, las diferencias en la secuencia nucleotídica de la UTR 3′ tienen una función importante en la tasa a la que la cola de poli(A) se acorta. Por ejemplo, la UTR 3′ del mRNA de globina contiene diferentes repeticiones de CCUCC que sirven como sitios de unión para las proteínas específicas que estabilizan el mensajero. Si estas secuencias mutan, el mRNA se desestabiliza. En cambio los mRNA de vida corta a menudo contienen elementos ricos en AU (p. ej., repeticiones AUUUA) en la UTR 3′ que al parecer se unen a las proteínas que los desestabilizan. Si una de estas secuencias desestabilizantes se introduce en la UTR 3′ de un gen de la globina, la estabilidad del mRNA transcrito se reduce y su vida media disminuye de 10 h a 90 min. La importancia de estas secuencias desestabilizantes (y el efecto general que producen) puede apreciarse al considerar la vida corta del mRNA de FOS que se mencionó antes. Si la secuencia desestabilizante de este gen se pierde por una deleción, la vida media de sus mRNA se incrementa y las células suelen tornarse malignas. Se piensa que las secuencias desestabilizantes en la UTR 3′ sirven como sitios de unión para proteínas (p. ej., AUF1) y microRNA (p. ej., miR-430) que inducen la desadenilación y la destrucción ulterior del mRNA, como se comenta más adelante.

Función de los microRNA en el control de la traducción

Las proteínas no son las únicas moléculas que pueden actuar como reguladores de la traducción y la estabilidad del mRNA. La formación y los mecanismos de acción de los microRNA se explicaron en el capítulo 11 (pág. 459). Como la mayor parte de las proteínas descritas y que regulan la traducción, los miRNA actúan sobre todo mediante la unión a sitios de la UTR 3′ de sus mRNA blanco. Cada vez resulta más aparente que los miRNA son reguladores importantes de virtualmente todos los procesos biológicos. Incluso las etapas más tempranas del desarrollo embrionario requieren la participación de los miRNA, como se demuestra por el hecho de que los animales que carecen de la enzima Dicer productora de miRNA no se desarrollan más allá de la gastrulación. De manera similar, cuando dicha proteína está ausente sólo en un tejido particular, el desarrollo de las células de éste presenta anomalías evidentes. También parece que anomalías en los niveles de miRNA tienen un efecto significativo en el desarrollo de muchas enfermedades frecuentes.

Se piensa que los microRNA ejercen su actividad reguladora por medio de mecanismos múltiples, como se señala en la figura 12.63.

1. Investigaciones recientes se inclinan por un modelo identificado por primera vez en embriones de peces cebra, que demostró que el miR-430 eliminaba el mRNA materno de los embriones al inducir la desadenilación y la descomposición. En dicho modelo, la unión de miRNA recluta exonucleasas al extremo 3′ de un mRNA diana, lo cual acorta la cola de poli(A) y después induce la degradación. Como se expuso en la página 536, muchos mRNA de origen materno se almacenan para ser utilizados en el desarrollo de embriones, pero conforme éstos comienzan a transcribir sus propios genomas hay destrucción activa de los mRNA de la madre. Durante esta transición en embriones de pez cebra abundan de manera extraordinaria las moléculas de miR-430 y se unen a cientos de mRNA para acelerar su descomposición. Se ha demostrado dicho mecanismo de degradación mediado por miRNA en otros organismos (que incluyen ratones y humanos) y es en particular prevalente en células de vegetales. La gran distribución de esta vía de degradación se conoce mejor al comparar mejor el número de mRNA particulares en las células en diferentes situaciones. En términos generales, se observa que las cantidades mRNA guardan relación inversa con los niveles de miRNA complementarios. En otras palabras, cuando se introduce un miRNA particular en una población de células, disminuye el número de mRNA que poseen sitios de unión para él. Por lo contrario, cuando se agota experimentalmente el número de miRNA particulares, aumenta de manera concomitante la abundancia de sus mRNA diana.

2. Evidencias también sugieren que los miRNA pueden actuar al inhibir la traducción de mRNA. Gran parte de los datos se orientan al hecho de que los miRNA actúan en el paso en que comienza la traducción, pero que también puede bloquear la elongación.

3. Algunos estudios tempranos sugirieron que los miRNA pueden reclutar proteasas que degradan proteínas recién formadas durante la traducción.

Además de tener una participación importante en la regulación génica global, los miRNA al parecer también constituyen mediadores importantes para la respuesta al estrés. Una forma mediante la cual estas moléculas podrían facilitar una respuesta rápida a condiciones de tensión, es a través del bloqueo de la traducción de mRNA específicos y procurar que éstos permanezcan en su sitio hasta que algún estímulo externo o condición estresante libere la inhibición y permita reanudar la traducción. En este modelo, los mRNA reprimidos permanecen en los cuerpos P citoplásmicos y en situaciones específicas salen de dicho cuerpo y reanudan la traducción (fig. 12.63).

Las células poseen mecanismos complejos para controlar la tasa a la que las proteínas se sintetizan. No resulta inesperado que las células posean mecanismos para controlar el lapso que las proteínas sobreviven una vez que son por completo funcionales. Aunque el tema de la estabilidad proteínica no cae técnicamente bajo el encabezado del control de la expresión génica, es una extensión lógica de este tópico y por lo tanto, se trata en esta parte del texto. Los estudios pioneros en el área de degradación selectiva de proteínas los efectuaron Avram Hershko y Aaron Ciechanover en Israel, e Irwin Rose y Alexander Varshavsky en Estados Unidos.

La degradación de proteínas celulares se realiza en máquinas cilíndricas llamadas proteasomas, que se encuentran tanto en el núcleo como en el citosol de las células. Estas estructuras están formadas por cuatro anillos de subunidades polipeptídicas apilados uno sobre otro, con una cubierta unida a cada extremo de la pila (fig. 12.64a,b). Los dos anillos centrales consisten en polipéptidos (subunidades β) que funcionan como enzimas proteolíticas. Los sitios activos de estas subunidades apuntan hacia la cámara central cubierta, donde la digestión proteolítica ocurre en un ambiente protegido.

Los proteasomas digieren proteínas seleccionadas y marcadas para su destrucción, como se describe más adelante. Algunas proteínas se eligen porque se reconocen como anormales, por plegamiento anormal o por su vinculación incorrecta con otras proteínas. Este grupo incluye las proteínas anormales que se produjeron en los ribosomas unidos a la membrana de retículo endoplásmico rugoso (pág. 288). La selección de proteínas “normales” para su destrucción mediante proteasomas se basa en su estabilidad biológica. Se piensa que cada proteína tiene una longevidad característica. Algunas moléculas proteínicas, como las enzimas de la glucólisis o las moléculas de globina de un eritrocito, están presentes durante días a semanas. Otras proteínas que se requieren para actividades fugaces específicas, como las que regulan el inicio de la replicación del DNA o las que activan la división celular, pueden sobrevivir sólo pocos minutos. La destrucción de tales moléculas reguladoras fundamentales por proteasomas tiene un cometido crucial en el avance de los procesos celulares (como se ilustra en la fig. 14.26). En Estados Unidos se ha aprobado el uso de bortezomib, un fármaco que inhibe de manera específica la digestión proteasómica, para tratar algunas formas de cáncer.

Aún no se comprenden bien los factores que controlan el tiempo de vida de una proteína. Una de las determinantes es la secuencia de aminoácidos específicos que reside en el extremo amino terminal de una cadena polipeptídica. Los polipéptidos que terminan en arginina o lisina, por ejemplo, por lo general tienen una vida corta. Diferentes proteínas que actúan en periodos específicos del ciclo celular se marcan para su destrucción cuando ciertos residuos se fosforilan. Otras proteínas portan una secuencia interna específica de aminoácidos llamada degrón, que asegura que no sobrevivan mucho tiempo dentro de la célula.

La ubicuitina es una pequeña proteína muy conservada con varias funciones en diversos procesos celulares. Por ejemplo, en la página 312 se señaló que las proteínas de membrana que portan una sola molécula de ubicuitina adherida se incorporan de manera selectiva en vesículas endocíticas. Por lo tanto, la unión de una sola de estas moléculas funciona de manera primaria como una señal de distribución. En cambio, las proteínas se marcan para su destrucción mediante la unión de diferentes moléculas de ubicuitina que forman una cadena (paso 1 de la fig. 12.64c). En la primera parte de este proceso, la ubicuitina se transfiere por una reacción enzimática a los residuos de lisina en la proteína marcada. Las enzimas que se encargan de este proceso comprenden una gran familia de ligasas de ubicuitina en la que diferentes miembros reconocen proteínas que portan diversas señales de degradación. Estas enzimas desempeñan una función crucial en la determinación de la vida o la muerte de proteínas clave y son tema de la investigación actual.

Una vez que está poliubicuitinada, la proteína es reconocida por la estructura superior del proteasoma (paso 2 de la fig. 12.64c), que remueve la cadena de ubicuitina y despliega la proteína blanco utilizando energía obtenida de la hidrólisis de ATP. El polipéptido desplegado se transfiere después a través de una abertura reducida en el anillo de las subunidades α y pasa a la cámara central (paso 3), donde en casi todas las células se digiere en péptidos pequeños (pasos 4 y 5). Los productos peptídicos se liberan de nuevo al citosol, donde se degradan en sus componentes aminoacídicos.

Flujo de información genética. Todas las células contienen un conjunto completo de genes, pero sólo expresan un subgrupo de ellos, según los estímulos que provienen del ambiente, las etapas del desarrollo, la rapidez de crecimiento o las señales provenientes de otras células. Toda la expresión génica comienza con la transcripción de DNA para producir transcritos de RNA, que actúan de manera directa en su forma original o que más adelante se traducen en proteínas. La regulación de la expresión génica puede producirse en muchos niveles en estas vías (pág. 483).

En las bacterias, los genes se organizan en unidades reguladoras denominadas operones. Los operones son grupos de genes estructurales que suelen codificar diferentes enzimas en la misma vía metabólica. Puesto que todos los genes estructurales se transcriben en un solo mRNA, su expresión puede regularse de manera coordinada. El nivel de expresión génica se controla por un compuesto metabólico clave, como el inductor lactosa, que se une a una proteína represora y cambia su forma. Este fenómeno altera la capacidad del represor para unirse con el sitio operador en el DNA y por lo tanto, bloquea la transcripción (pág. 484).

El núcleo de una célula eucariota es una estructura compleja limitada por la envoltura nuclear, la cual controla el intercambio de materiales entre el núcleo y el citoplasma. La envoltura nuclear consta de diferentes componentes, que incluyen una membrana nuclear interna y una externa separadas por un espacio perinuclear y un número variable de poros nucleares. Estos son sitios en los que las membranas nucleares interna y externa se fusionan para formar una abertura circular ocupada por una estructura compleja conocida como complejo del poro nuclear (NPC), que se asemeja a una canasta con simetría octagonal compuesta de anillos, protrusiones y filamentos. Los poros nucleares son sitios a través de los cuales los materiales pasan del núcleo al citoplasma y viceversa. Las proteínas que en condiciones normales residen dentro del núcleo contienen un grupo de aminoácidos llamados señales de localización nuclear (NLS) que les permiten unirse a un receptor (una importina) que los lleva a través del NPC. El transporte nuclear es un proceso de difusión facilitada por un gradiente de la proteína Ran, donde el complejo Ran-GTP se encuentra en el núcleo y la molécula Ran-GDP en el citoplasma. La superficie interna de la envoltura nuclear se mantiene por una malla fibrilar llamada lámina nuclear, que consiste en proteínas (láminas) que son miembros de la familia de moléculas que forman los filamentos intermedios. La fase acuosa del núcleo se denomina nucleoplasma (pág. 488).

Los cromosomas del núcleo contienen un complejo definido compuesto por DNA e histonas que forman filamentos nucleoproteínicos característicos, lo cual representa el primer paso en el empaquetamiento del material genético. Las histonas son proteínas básicas pequeñas que se dividen en cinco clases distintas. Dichas moléculas y el DNA se organizan en el complejo nucleosómico, que consiste en dos moléculas de cada una de las histonas H2A, H2B, H3 y H4 rodeadas por casi dos vueltas de DNA. Los nucleosomas centrales se conectan entre sí mediante fragmentos de DNA lineal. Juntos, las partículas nucleares y los DNA de unión generan un filamento de nucleosomas que semeja un collar de cuentas. Las modificaciones covalentes de los residuos específicos en las colas amino terminales de las histonas centrales (que incluyen metilación, acetilación y fosforilación) cumplen una función importante en la determinación del estado de compactación y la actividad transcripcional de la cromatina (pág. 493).

La cromatina no se presenta en las células como un filamento de nucleosomas muy extendido, sino que se compacta en niveles superiores de organización. Cada nucleosoma contiene una histona H1 unida al DNA. Las histonas centrales y las moléculas H1 median una interacción entre los nucleosomas vecinos que genera fibras de 30 nm, las cuales representan un nivel superior de organización de la cromatina y se organizan a su vez en dominios en forma de asas (que se visualizan cuando los cromosomas mitóticos se someten a procedimientos que remueven las histonas). Los cromosomas mitóticos son el estado más compactado de la cromatina. Cierta fracción de ésta, llamada heterocromatina, permanece en un estado muy compactado a través de la interfase. La heterocromatina se clasifica como constitutiva, que se mantiene condensada en todas las células todo el tiempo, y facultativa, que se inactiva de manera específica durante ciertas fases de la vida de un organismo. Un cromosoma X en cada una de las células de los mamíferos hembra está sujeto a un proceso de inactivación durante el desarrollo embrionario, que lo convierte en heterocromatina facultativa cuya transcripción está inhabilitada. Como la inactivación ocurre de manera aleatoria, el cromosoma X derivado de la línea paterna es inactivo en 50% de las células del embrión, mientras que el de la madre no se transcribe en la otra mitad. Como resultado, las hembras adultas son mosaicos genéticos con respecto a los genes presentes en el cromosoma X. Este proceso de desactivación es un ejemplo de modificación epigenética, porque es una modificación transmisible en la estructura y la función de la cromatina que no implica un cambio en la secuencia del DNA (pág. 496).

Los cromosomas mitóticos poseen numerosas características que pueden reconocerse con claridad. Los cromosomas mitóticos pueden visualizarse al degradar células que se detuvieron en la mitosis y después teñirlas para generar cromosomas identificables con patrones de bandas predecibles. Cada cromosoma mitótico contiene una hendidura marcada, conocida como centrómero, que alberga secuencias de DNA muy repetidas y sirve como sitio para la unión de los microtúbulos durante la mitosis. Los extremos de los cromosomas son los telómeros, que se mantienen de una generación de la célula a la siguiente por la acción de una enzima especial llamada telomerasa, que contiene un componente integral de RNA. Los telómeros desempeñan una función importante en el mantenimiento de la integridad cromosómica (pág. 501).

El núcleo es un compartimiento celular ordenado. Cromosomas específicos, o partes de ellos, se confinan a regiones particulares del núcleo; los telómeros pueden relacionarse con la envoltura nuclear; las RNP que participan en el corte y empalme de pre-mRNA se restringen a sitios particulares. Evidencias indican que la distribución no aleatoria de los cromosomas es regulada a través de territorios cromosómicos que están ligados a la envoltura nuclear (pág. 510).

La tasa de síntesis de un polipéptido particular en células eucariotas está determinada por una serie compleja de fenómenos de regulación que operan en especial en tres niveles distintos. (1) Los mecanismos de control de la transcripción determinan si un gen se expresa o no y, si es así, con qué frecuencia; (2) los métodos de control del procesamiento del RNA establecen la vía por la cual los transcritos primarios de RNA se procesan, y (3) los mecanismos que regulan la traducción decretan la localización de un mRNA, si éste se traduce o no y, si esto ocurre, con qué frecuencia y durante qué periodo (pág. 512).

Todas las células diferenciadas de los organismos eucariotas retienen toda la información genética. Diferentes genes se expresan en células en diferentes estados de desarrollo, células de tejidos distintos y células expuestas a diversos estímulos. La transcripción de un gen la controlan factores de transcripción, que son proteínas que se unen a secuencias específicas localizadas en sitios fuera de la región codificante del gen. La secuencia de regulación más cercana corriente arriba es la caja TATA, que es un componente principal del promotor central del gen y es el sitio de ensamble del complejo de preiniciación. Se cree que la actividad de las proteínas en la caja TATA depende de las interacciones con otras moléculas proteínicas unidas a otros sitios, que incluyen varios tipos de elementos de respuesta y potenciadores. Estos últimos se distinguen por el hecho de que pueden moverse de un lugar a otro dentro del DNA o aun en orientación inversa. Algunos potenciadores pueden localizarse a decenas de miles de pares de bases del gen cuya transcripción es estimulada. Se piensa que asas en el DNA ponen en contacto a proteínas unidas a un potenciador con un promotor (pág. 514).

La determinación de la estructura tridimensional de algunos complejos entre factores de transcripción y DNA indica que estas proteínas se unen al DNA por medio de un número limitado de estructuras. Los factores de transcripción suelen contener por lo menos dos dominios, uno cuya función es reconocer y unirse a una secuencia específica de pares de bases en el DNA y otro que activa la transcripción al interactuar con otras proteínas. La mayor parte de los factores de transcripción se unen al DNA como heterodímeros u homodímeros que reconocen secuencias en el DNA que poseen simetría doble. Casi todos los motivos de unión al DNA contienen un segmento, a menudo una hélice α, que se inserta en el surco mayor de la doble cadena, donde reconoce la secuencia de pares de bases que lo revisten. Las estructuras más frecuentes que se observan en las proteínas que se unen al DNA incluyen los dedos de cinc, la hélice-asa-hélice y la cremallera de leucina. Cada una de estas estructuras proporciona un armazón estable en el que las superficies de proteínas específicas que reconocen al DNA pueden interactuar con él. Aunque es probable que la mayor parte de los factores de transcripción sea estimuladora, algunos tiene efectos inhibidores (pág. 517).

La activación y la represión de la transcripción están mediadas por un gran número de complejos que funcionan como coactivadores y correpresores. Los coactivadores comprenden complejos que sirven como puentes entre los activadores de la transcripción unidos a sitios reguladores corriente arriba y la maquinaria de transcripción basal unida al promotor central. Otros tipos de coactivadores modifican el núcleo de histonas o remodelan la cromatina. La acetilación de las histonas mediante acetiltransferasas para dichas moléculas (HAT) se relaciona con la activación transcripcional. Los complejos de remodelación de la cromatina (p. ej., SWI/SNF) pueden ocasionar que los nucleosomas se deslicen a lo largo del DNA o modificarlos para incrementar su capacidad para unirse a proteínas reguladoras (pág. 525).

Los genes eucariotas se desactivan cuando las bases de citocina de algunos nucleótidos que residen en ciertas regiones ricas en GC se metilan. La metilación es una modificación epigenética y dinámica. La añadidura de CH₃ al DNA en regiones clave de regulación corriente arriba de los genes se correlaciona con la disminución de su transcripción. El proceso de metilación es en particular evidente en la cromatina que ha quedado inactiva por medio de la heterocromatinización, como ocurren en la desactivación del cromosoma X en las células de mamíferos hembras. Otro fenómeno vinculado con la metilación del DNA es la impronta genómica, que afecta un pequeño número de genes activos o inactivos en el embrión dependiendo de su origen parental (pág. 531).

El corte y empalme alternativos, en el cual un solo gen codifica dos o más proteínas relacionadas, permite que genomas relativamente pequeños codifiquen una gran diversidad de proteínas. Muchos transcritos primarios pueden procesarse por más de una vía, lo que genera mRNA que contiene diferentes combinaciones de exones. En el caso más simple, un intrón específico puede eliminarse del transcrito o retenerse como parte del mRNA final. Al parecer la vía específica que se usa durante el procesamiento del pre-mRNA depende de la presencia de proteínas que controlan los sitios de corte y empalme que se identifican para la división (pág. 533).

La expresión génica se regula en el nivel de la traducción mediante diferentes procesos que incluyen la localización de los mRNA, el control de su traducción y su longevidad. La mayor parte de estas actividades de regulación está mediada por interacciones con las regiones no traducidas (UTR) 3′ y 5′ del mRNA. Por ejemplo, al parecer la localización citoplásmica de los mRNA en regiones específicas de los huevecillos de la mosca de la fruta es mediada por proteínas que reconocen las secuencias de localización en la UTR 3′. La presencia de un mRNA en el citoplasma no garantiza su traducción. La maquinaria de síntesis de proteínas de una célula puede controlarse de manera global, de tal forma que la traducción de todos los mRNA se afecta o la de mRNA específicos se establece, como ocurre en la regulación de la síntesis de ferritina por los niveles de hierro que actúan en las proteínas que se unen en la UTR 5′ del mRNA de ferritina. Uno de los principales factores que controlan la longevidad (estabilidad) de los mRNA es la longitud de las colas de poli(A). Las nucleasas específicas en la célula acortan de modo gradual dicha estructura hasta el punto en que las proteínas protectoras no pueden permanecer unidas a la cola. Una vez que la proteína protectora se pierde, los mRNA se degradan en las direcciones 5′ → 3′ y 3′→ 5′. Es probable que la regulación en el nivel de la traducción esté mediada por microRNA que inhiben la iniciación o el avance de la traducción, o que fomenten la degradación del mRNA. Un ejemplo de la importancia de los miRNA puede verse en el desarrollo del corazón de los mamíferos (pág. 536).

1. La metilación de K9 de la histona H3 (mediante una enzima SUV39H1) se relaciona con la heterocromatinización y la desactivación génica. Se informa que es posible que la metilación de H3 por otras enzimas conduzca a la activación transcripcional. ¿Cómo puede generar efectos opuestos la metilación?

2. ¿Cuántas copias de cada tipo de histona central son necesarias para embobinar el genoma humano entero en nucleosomas? ¿Cómo resolvió la evolución el problema de producir gran número de proteínas en un periodo hasta cierto punto corto?

3. Supóngase que se descubre un mutante sensible a la temperatura cuyo núcleo no acumuló ciertas proteínas nucleares específicas a una temperatura elevada (restrictiva) pero continúo reservando otras proteínas nucleares. ¿Qué se puede concluir respecto a la localización nuclear y la naturaleza de esta mutación?

4. Los seres humanos que nacen con tres cromosomas X, pero que carecen de cromosomas Y, a menudo se desarrollan como mujeres de apariencia normal. ¿Cuántos corpúsculos de Barr se espera encontrar en las células de estas mujeres? ¿Por qué?

5. Supóngase que la inactivación del cromosoma X no fuera un proceso aleatorio y siempre se inactivara el que proviene del padre. ¿Qué efecto se esperaría en el fenotipo de las mujeres?

6. Los cromosomas que se muestran en la figura 12.22b se marcaron al incubar la preparación con fragmentos de DNA específicos para cada cromosoma. Supóngase que uno de los cromosomas en el campo contiene regiones de dos colores diferentes. ¿Qué puede concluirse respecto a este cromosoma?

7. ¿Qué ventaja se obtiene al sintetizar y procesar los transcritos en ciertas regiones del núcleo en lugar de que este proceso se realice de manera aleatoria dentro del nucleoplasma?

8. Compare y analice los efectos de una deleción en el operador del operón lactosa con una deleción en el operón triptófano.

9. Se encontró una mutante de E. coli que generó cadenas continuas de polipéptidos que contienen tanto galactosidasa β como permeasa de galactósido (codificada por el gen y), ¿cómo se explica lo anterior?

10. Se sospecha que una hormona nueva que se somete a prueba estimula la síntesis de miosina al actuar en el nivel de la transcripción. ¿Qué tipo de evidencia experimental se necesita para apoyar esta afirmación?

11. Asúmase que se efectúan una serie de experimentos en los que se trasplantan núcleos de diferentes células de tejidos adultos a un huevo de ratón enucleado y activado. Se encuentra que el huevo no se desarrolla más allá de la etapa de blastocisto. ¿Podría concluirse que el núcleo trasplantado perdió los genes necesarios para el desarrollo posterior de la blástula? ¿Por qué sí o por qué no? ¿Por qué razón este tipo de experimentos proporciona más información para la interpretación de resultados negativos?

12. Como se señaló en la página 523, la huella de DNA permite el aislamiento de secuencias de DNA que se unen a factores de transcripción específicos. Descríbase un protocolo experimental para identificar los factores de transcripción que se unen a una secuencia aislada de DNA. (Deben considerarse las técnicas que se estudian en la sección 18.7)

13. ¿Cómo es posible que los potenciadores puedan moverse a diferentes posiciones en el DNA sin que su actividad se afecte, en tanto que la caja TATA sólo puede operar en un sitio específico?

14. Supóngase que se trabaja con una cepa celular que presenta un nivel muy bajo de síntesis de proteínas y se sospecha que las células están sujetas a control inhibitorio global de la traducción. ¿Qué experimentos deben realizarse para determinar si éste es el caso?

15. Las secuencias de señalización que dirigen la translocación de proteínas al interior del retículo endoplásmico son eliminadas por una peptidasa de señal, en tanto que los NLS y los NES que se requieren para el movimiento de una proteína hacia dentro o hacia fuera del núcleo permanecen en ella. Considérese una proteína como hnRPA1, que participa en la exportación del mRNA al citoplasma. ¿Por qué es importante que las secuencias de señalización para transporte de esta proteína permanezcan como parte de la misma en tanto que la señal de secuencia del ER puede eliminarse?

16. Cuando un DNA metilado se introduce en células de mamífero en cultivo, por lo general se transcribe durante un periodo antes de ser reprimido. ¿Por qué debe esperarse este tipo de retraso antes que la inhibición de la transcripción ocurra?

17. Supóngase que se aisló un nuevo factor de transcripción y se quiere conocer qué genes podrían regularlo. ¿Se puede utilizar una micromatriz de cDNA como la que se muestra en la figura 12.35 para contestar esta pregunta? (Nota: la micromatriz de la figura 12.35 contiene DNA de regiones que codifican proteínas, a diferencia del de la fig. 12.46).

18. Aunque se han clonado diferentes especies de mamíferos, la eficiencia de este proceso es muy baja. A menudo decenas o cientos de ovocitos deben implantarse con núcleos donadores para obtener productos vivos sanos. Muchos investigadores creen que los problemas con la clonación residen en las modificaciones epigenéticas, como la metilación del DNA, que ocurren en diferentes células durante la vida de un organismo. ¿De qué manera tales modificaciones pueden afectar los sucesos de un experimento como el de la figura 12.32?

19. En un estudio reciente publicado en una revista médica británica, se encontró una correlación en la longitud de telómeros entre padres e hijas y entre madres e hijos e hijas, pero no entre padres e hijos. ¿Cómo puede explicarse este descubrimiento?

20. Algunos informes científicos se describen mejor como correlaciones, puesto que informan sobre dos fenómenos o condiciones que tienden a acompañarse. Las correlaciones a menudo se interpretan como evidencia de una relación causal entre los dos fenómenos o condiciones. Otros reportes científicos implican la intervención experimental y casi siempre refuerzan la probabilidad de una relación causal. Elíjase una conclusión científica presentada en este capítulo que se base en ambos tipos de evidencia. ¿Qué tipo de informe considera el lector que es más convincente?