Capítulo 52: Principios generales del tratamiento antimicrobiano

La teoría de los gérmenes de las enfermedades, basada en el trabajo de Louis Pasteur y Robert Koch, fue una revolución en la comprensión humana de la naturaleza que vincula microorganismos específicos a enfermedades específicas. La teoría de los gérmenes se desarrolló considerablemente en el siglo XX, con la identificación y caracterización de muchos patógenos microbianos y sus mecanismos patogénicos y la introducción de fármacos antimicrobianos. Con el uso de estos medicamentos surgieron cuestiones sobre los regímenes apropiados, resistencia a los fármacos, interacciones entre medicamentos y toxicidad.

Este capítulo revisa las clases generales de fármacos antimicrobianos, sus mecanismos de acción, mecanismos de resistencia y patrones de muerte por diferentes clases de fármacos. Los capítulos 53, 54, 55, 56, 57, 58, 59, 60, 61, 62, 63, 64 presentan las propiedades y usos farmacológicos de clases individuales de antimicrobianos.

Los microorganismos de importancia médica se dividen en cuatro categorías: bacterias, virus, hongos y parásitos. La primera clasificación amplia de antibióticos sigue de cerca esta clasificación, por lo que tenemos agentes antibacterianos, antivirales, antifúngicos y antiparasitarios. Sin embargo, hay muchos antibióticos que funcionan contra más de una categoría de microbios, especialmente aquellos que se dirigen a rutas conservadas evolutivamente. Dentro de cada una de estas categorías principales, los medicamentos se categorizan por sus propiedades bioquímicas.

Las moléculas antimicrobianas deben considerarse como ligandos cuyos receptores son proteínas microbianas. El término farmacóforo, introducido por Ehrlich, define la parte química activa del fármaco que se une al receptor microbiano. Las proteínas microbianas elegidas por el antibiótico son componentes esenciales de las reacciones bioquímicas en los microbios, y la interferencia con estas vías fisiológicas elimina a los microorganismos. Los procesos bioquímicos comúnmente inhibidos incluyen síntesis de pared celular en bacterias y hongos, síntesis de membrana celular, síntesis de subunidades ribosómicas 30S y 50S, metabolismo de ácido nucleico, función de las topoisomerasas, proteasas virales, integrasas virales, proteínas de entrada/fusión de la envoltura viral, síntesis de folato en parásitos y procesos de desintoxicación química parasitaria. Recientemente, se han desarrollado antibióticos antisentido; éstos funcionan inhibiendo la expresión génica en bacterias de una manera específica de secuencia. Además, los productos basados en interferón funcionan al provocar actividades antivirales específicas de las células humanas infectadas.

La clasificación de un antibiótico se basa en lo siguiente:

• Clase y espectro de microorganismos que mata.

• Vía bioquímica con la que interfiere.

• Estructura química de su farmacóforo.

Debido a que los agentes antimicrobianos son ligandos que se unen a sus objetivos para producir efectos, la relación entre la concentración del fármaco y el efecto en una población de organismos se modela usando la curva estándar tipo Hill para el receptor y el agonista (capítulos 2 y 3), caracterizada por tres parámetros:

• IC₅₀ (también denominada EC₅₀), la concentración inhibidora que es 50% efectiva, una medida de la potencia del agente antimicrobiano.

• E_máx, una medida del efecto máximo.

• H, la pendiente de la curva, o el factor Hill.

En la terapia antimicrobiana, la relación se expresa a menudo como un modelo inhibitorio sigmoide E_máx (figura 52-1), para tener en cuenta la población bacteriana controlada sin tratamiento (E_con) como un cuarto parámetro (ecuación 52-1 y figura 52-1), donde E es el efecto medido por la carga microbiana.

Penetración de agentes antimicrobianos en compartimentos anatómicos

En muchas infecciones el patógeno causa enfermedades, no en todo el cuerpo, sino en órganos específicos. Dentro de un órgano infectado sólo se pueden infectar compartimentos patológicos específicos. Los antibióticos se administran a menudo por vía oral o parenteral, lejos de estos sitios de infección. Por tanto, al elegir un agente antimicrobiano para la terapia, una consideración crucial es si el medicamento puede penetrar en el sitio de la infección.

Por ejemplo, el antibiótico levofloxacino alcanza una relación C_Pmáx de tejido cutáneo/concentración plasmática máxima de 1.4, una relación ELF/(C_p) de 2.8, y una relación orina/(C_p) de 67 (Chow et al., 2002; Conte et al., 2006; Wagenlehner et al., 2006). Los dos factores más importantes para predecir resultados clínicos y microbiológicos exitosos con levofloxacino en los pacientes son el sitio de infección y lograr un nivel de C_Pmáx de 12 veces la MIC (C_Pmáx/MIC ≥12). La tasa de fracaso de la terapia es 0% en pacientes con infecciones del tracto urinario, 3% en pacientes con infecciones pulmonares y 16% en pacientes con infecciones de la piel y los tejidos blandos (Preston et al., 1998). Claramente, cuanto peor es la penetración en el compartimento anatómico, mayor es la probabilidad de fracaso.

La penetración de un fármaco en un compartimento anatómico depende de las barreras físicas que debe atravesar la molécula, las propiedades químicas del fármaco y la presencia de transportadores multifármacos. Las barreras físicas se deben generalmente a capas de células epiteliales y endoteliales y al tipo de uniones formadas entre estas células. Como se discutió en los capítulos 2 y 5, la penetración a través de esta barrera física correlaciona generalmente la hidrofilicidad o la hidrofobicidad del fármaco. Las moléculas hidrófobas se concentran en la bicapa de la membrana bilipídica celular, mientras que las moléculas hidrófilas tienden a concentrarse en la sangre, el citosol y otros compartimentos acuosos. Por tanto, cuanto mayor es su lipofilicidad, mayor es la probabilidad de que un agente antimicrobiano cruce barreras físicas erigidas por capas de células. Por el contrario, cuanto más cargada esté una molécula, y cuanto mayor sea, peor será su penetración a través de las membranas y otras barreras físicas (véase figura 2-3).

Otra barrera se debe a los transportadores de membrana, que exportan fármacos activamente del compartimento celular o de los tejidos hacia la sangre (figura 5-4). Un ejemplo bien conocido es la P-glucoproteína. La P-glucoproteína exporta moléculas anfifílicas y lipofílicas no relacionadas estructuralmente de 3-4 kDa, lo que reduce su penetración efectiva. Los ejemplos de agentes antimicrobianos que son sustratos de P-glucoproteína incluyen inhibidores de la proteasa del HIV, el agente antiparasitario ivermectina, el agente antibacteriano telitromicina y el agente antifúngico itra-conazol.

CNS

El sistema nervioso central está protegido por la barrera hematoencefálica. El movimiento de los antibióticos a través de la barrera hematoencefálica está restringido por las uniones estrechas que conectan las células endoteliales de los microvasos cerebrales entre sí en el parénquima cerebral, así como por los transportadores de proteínas (Daneman y Prat, 2015). Los agentes antimicrobianos que son polares a pH fisiológico generalmente penetran mal; algunos, como la penicilina G, se transportan activamente fuera del CFS y alcanzan concentraciones de CFS de sólo 0.5-5% de la C_p. Sin embargo, la integridad de la barrera hematoencefálica se ve disminuida durante la infección bacteriana activa; las uniones estrechas en los capilares cerebrales se abren, lo que lleva a un marcado aumento en la penetración, incluso, de fármacos polares. A medida que la infección se erradica y disminuye la reacción inflamatoria, la penetración disminuye a la normalidad. Debido a que esto puede ocurrir mientras persisten microorganismos viables en el CFS, la dosificación del fármaco no se debe reducir a medida que el paciente mejore.

Ojo

La penetración de fármacos en el ojo es especialmente pertinente en el tratamiento de la endoftalmitis y las infecciones de la retina. En general, la penetración de fármacos del plasma a este compartimento es deficiente, por lo que la terapia estándar es la instilación directa de antibióticos en la cavidad ocular (véase capítulo 69). En pacientes con infecciones pulmonares como la neumonía, los medicamentos deben penetrar en el ELF, donde se encuentran los patógenos (Kiem y Schentag, 2008).

Pericardio

La penetración de fármaco en el pericardio se rige por barreras físicas y también por alguna forma de transporte activo. En pacientes tratados por pericarditis tuberculosa con régimen de isoniazida, rifampicina, pirazinamida y etambutol, se midieron las concentraciones simultáneas de sangre y fluido pericárdico durante 24 horas (Shenje et al., 2015). Las concentraciones de rifampicina en el líquido pericárdico fueron sólo de 20% en el plasma debido a la escasa penetración, así como también al aclaramiento activo, mientras que el etambutol C_Pmáx fue de 55% debido a la escasa penetración. Por otro lado, las concentraciones de isoniazida y pirazinamida en el líquido pericárdico y la sangre fueron equivalentes. No suponga que diferentes fármacos penetran por igual en el compartimento de interés.

Biopelículas

Los compartimentos que requieren una penetración especial del fármaco son las vegetaciones endocardiacas y la biopelícula formada por bacterias y hongos en dispositivos protésicos como válvulas cardiacas artificiales, catéteres intravasculares colocados por tiempo prolongado, caderas artificiales y dispositivos para la fijación interna de fracturas óseas. Las biopelículas bacterianas y fúngicas son colonias de células de crecimiento lento encerradas dentro de una matriz de exopolímero. El exopolisacárido está cargado negativamente y puede unirse a antibióticos con carga positiva y restringir su acceso al blanco deseado. Para ser eficaces contra las infecciones en estos compartimentos, los antibióticos deben ser capaces de penetrar en la biopelícula y las barreras endoteliales (Sun et al., 2013).

Compartimentos farmacocinéticos

Una vez que un antibiótico ha penetrado en el sitio de la infección, puede ser sometido a procesos de eliminación y distribución que difieren de los que se encuentran en la sangre. Los sitios donde los perfiles de concentración-tiempo difieren entre sí se consideran compartimentos farmacocinéticos separados; por tanto, el cuerpo humano se ve como multicompartimental. Se supone que la concentración de antibiótico dentro de cada compartimento es homogénea. Si dos compartimentos tienen perfiles de concentración similares, entonces pueden considerarse como uno solo. Las concentraciones de antibióticos pueden analizarse utilizando cualquier cantidad de dichos compartimentos, con el mejor número de ellos elegidos en función del menor número de compartimentos que puedan explicar adecuadamente los hallazgos. El modelo también se define como abierto o no abierto; un modelo abierto es aquel en el que el fármaco se elimina del cuerpo desde el compartimento (p. ej., riñones). También se debe especificar el orden cinético del proceso (capítulo 2): un proceso de primer orden está directamente relacionado con la concentración del fármaco D o [D]¹, en oposición al orden cero, que es independiente de [D] y refleja un proceso que está saturado a niveles ambientales de D (como la eliminación de etanol; capítulo 23).

Considere a un paciente con neumonía, con el patógeno en el ELF pulmonar. El paciente ingiere un antibiótico que se absorbe a través del tracto GI (g) en la sangre o en el compartimento central (compartimento 1) como una entrada de primer orden. En este proceso, la constante de transferencia del tracto GI al compartimento central se denomina constante de absorción y se nombra k_a. El antibiótico en el compartimento central se envía a los pulmones, donde penetra en el ELF (compartimento 2). Sin embargo, también penetra en otros tejidos del cuerpo periférico al sitio de infección, denominado compartimento periférico (compartimento 3). Por tanto, tenemos cuatro compartimentos (incluyendo g, un compartimento específico, el tracto GI, del conjunto de compartimentos de absorción iniciales en la figura 52-2), cada uno con su propio perfil de concentración-tiempo. La penetración del fármaco desde el compartimento 1 al 2 se basa en los factores de penetración discutidos anteriormente y está definida por la constante de transferencia k₁₂. Sin embargo, el fármaco también se redistribuye de nuevo desde el compartimento 2 al 1, definido por la constante de transferencia k₂₁. Un proceso similar entre la sangre y los tejidos periféricos conduce a las constantes de transferencia k₁₃ y k₃₁. El fármaco también se puede perder del cuerpo (p. ej., sistema abierto) a través de los pulmones y otros tejidos periféricos (p. ej., riñones o hígado) a una velocidad proporcional a la concentración.

Las concentraciones de antibióticos dentro de cada compartimento cambian con el tiempo (los cambios se describen usando ecuaciones diferenciales estándar). Si X es la cantidad de antibiótico en un compartimento, SCL la eliminación del fármaco, y V_c el volumen del compartimento central, luego las ecuaciones para el compartimento de absorción (ecuación 52-2), el compartimento central (ecuación 52-3), el sitio de infección o compartimento 2 (ecuación 52-4) y el compartimento periférico (ecuación 52-5) son las siguientes:

Dichos modelos se han usado junto con la farmacocinética poblacional para describir y modelar una gran cantidad de antimicrobianos utilizados para tratar bacterias, hongos, virus y parásitos (Hope et al., 2007; Tarning et al., 2008; Wilkins et al., 2008). Se han aplicado modelos semimecanísticos para relacionar la respuesta del patógeno a las concentraciones del fármaco dentro de estos compartimentos farmacocinéticos en modelos de enfermedad preclínica y en pacientes (Gumbo et al., 2006; Jumbe et al., 2003; Talal et al., 2006). Estos modelos pueden hacerse más complejos y predecibles agregando parámetros que describan el efecto del inóculo, la demora en el efecto microbiano o la división de la población resistente a fármacos en subpoblaciones más pequeñas basadas en un mecanismo molecular de resistencia (Bulitta et al., 2009).

Farmacocinética poblacional y variabilidad en la respuesta a los medicamentos

Cuando se trata a múltiples pacientes con la misma dosis de un medicamento, cada paciente logrará parámetros farmacocinéticos únicos. Esto se denomina variabilidad entre pacientes. Incluso cuando se administra la misma dosis al mismo paciente en dos ocasiones separadas, el paciente puede alcanzar un perfil diferente de concentración-tiempo del fármaco entre las dos ocasiones.

Esto se denomina variabilidad interocasional o entre pacientes. La variabilidad se refleja al nivel de los parámetros farmacocinéticos compartimentales en las ecuaciones 52-2 a 52-5, como k_a, k₁₂, k₂₁, SCL, V_c, y así sucesivamente. Incluso cuando se administra una dosis recomendada, el fármaco puede no alcanzar una concentración terapéutica en algunos pacientes, debido simplemente a la variabilidad entre pacientes.

Un ejemplo importante de las consecuencias de la variabilidad entre pacientes involucra medicamentos antituberculosos: en pacientes que son partidarios de la terapia, las concentraciones subterapéuticas de isoniazida, rifampicina, pirazinamida y etambutol explican un fracaso terapéutico de más del 90%, un efecto esterilizador más lento y la resistencia adquirida a los medicamentos (Chigutsa et al., 2015; Pasipanodya et al., 2013). Lo mismo se ha observado con medicamentos antileishmaniósicos y agentes antifúngicos (Andes et al., 2011; Dorlo et al., 2014). En otros pacientes, el medicamento puede alcanzar concentraciones altas y tóxicas debido a la variabilidad entre pacientes. Dicha variabilidad podría deberse a la variabilidad genética, el peso, la altura, la edad y las enfermedades comórbidas, como la disfunción renal y hepática. Un importante factor de variabilidad es el problema generalizado del sobrepeso y la obesidad, que aumenta el aclaramiento y puede alterar el volumen de distribución de muchos antibióticos. Este problema emergente está impulsando cambios en las estrategias de dosificación.

Las interacciones de los medicamentos son otra fuente importante de variabilidad con consecuencias potencialmente peligrosas. Estas interacciones generalmente ocurren cuando un medicamento inhibe o induce mecanismos de absorción o eliminación que afectan a otro fármaco (véanse capítulos 5 y 6).

La práctica común de usar un valor "promedio" de datos, o "agrupación ingenua", implica suavizar los datos y no reconocer subgrupos de pacientes en riesgo de falla terapéutica o aumento de la toxicidad de los antibióticos. El conocimiento de las covariables asociadas con la variabilidad farmacocinética conduce a mejores ajustes de dosis, cambiando la terapia de un antibiótico a otro, o cambiando los medicamentos concomitantes.

El laboratorio de microbiología juega un papel central en la decisión de elegir un agente antimicrobiano particular sobre otros. En primer lugar, la identificación y el aislamiento del organismo culpable tienen lugar cuando las muestras de los pacientes se envían al laboratorio de microbiología. Una vez que se han identificado las especies microbianas que causan la enfermedad, se puede hacer una elección racional de la clase de antibióticos que probablemente funcionen en el paciente. El laboratorio de microbiología juega un segundo papel, que es el de realizar pruebas de susceptibilidad.

Millones de personas en todo el mundo se infectan por muchos aislados diferentes de la misma especie de patógeno. Los procesos evolutivos hacen que cada uno de ellos sea ligeramente diferente del siguiente, de modo que pueden tener una susceptibilidad única a los agentes antimicrobianos. A medida que los microorganismos se dividen dentro del paciente, pueden experimentar una mayor evolución entre el momento de la infección y el momento del diagnóstico. Por tanto, se observa una distribución de concentraciones de agentes antimicrobianos que pueden matar a los patógenos. A menudo, esta distribución es gaussiana, con un sesgo que depende de dónde vive el paciente. Dichos factores afectarán la forma de la curva sigmoide inhibitoria modelo E_máx descrita por la ecuación 52-1.

Con los cambios en la susceptibilidad, la curva sigmoide E_máx cambia en una de dos formas básicas. El primero es un cambio hacia la derecha, un aumento en IC₅₀ (figura 52-3A), lo que significa que ahora se necesitan concentraciones mucho más altas de antimicrobianos que antes para mostrar un efecto específico. Se han desarrollado pruebas de susceptibilidad para bacterias, hongos, parásitos y virus para determinar si estos cambios se han producido a una magnitud suficiente como para justificar dosis más altas de fármacos con el objetivo de lograr un efecto particular. El cambio en IC₅₀ puede llegar a ser tan grande que no es posible superar el déficit de concentración aumentando la dosis antimicrobianos sin causar toxicidad al paciente. En esa etapa, el organismo ahora es "resistente" al antibiótico particular.

Un segundo cambio posible en la curva es la disminución de E_máx (figura 52-3B), de modo que aumentar la dosis del agente antimicrobiano más allá de cierto punto no logrará ningún efecto adicional; es decir, los cambios en el microbio son tales que nunca se puede lograr la erradicación del microbio mediante un medicamento en particular. Esto ocurre porque las proteínas blanco disponibles se han reducido o el microbio ha desarrollado una ruta alternativa para superar la inhibición bioquímica. Por ejemplo, el maraviroc es un antagonista alostérico no competitivo que se une al receptor CCR5 de las células CD4 del paciente para negar la entrada del HIV en la célula. La resistencia viral se produce por un mecanismo que involucra la adaptación del HIV al uso del CCR5 unido al maraviroc, lo que provoca una disminución de E_máx en los ensayos de susceptibilidad fenotípica (Hirsch et al., 2008).

Bacterias

Para las bacterias, las pruebas de dilución emplean antibióticos en concentraciones diluidas en serie en agar sólido o en un caldo que contiene un cultivo del microorganismo de prueba. La concentración más baja del agente que previene el crecimiento visible después de 18-24 h de incubación se conoce como la concentración inhibitoria mínima (MIC).

Recientemente, las reacciones basadas en la amplificación de ácidos nucleicos de genes bacterianos específicos se han usado en la clínica para el diagnóstico rápido de la resistencia del fármaco. Los genes seleccionados son aquellos que codifican proteínas o procesos de resistencia a fármacos conocidos. Por ejemplo, la resistencia a la rifampicina en Mycobacterium tuberculosis ha sido difícil de determinar de manera oportuna: las bacterias tardan de 2 a 3 semanas en crecer para identificarlas como una causa de enfermedad, y luego se necesita una cantidad de tiempo similar para formar alguna versión de las pruebas de dilución del medio de cultivo. Los reactores de PCR pequeños en los puntos de atención pueden purificar y concentrar la muestra de fluido de un paciente, realizar una amplificación de ácido nucleico de un gen blanco, identificar mutaciones y proporcionar un resultado en menos de 2 h. En otras bacterias, la MALDI-TOF MS se está utilizando para la identificación de resistencia a fármacos como la vancomicina en el Staphylococcus aureus y se está extendiendo a muchos otros compuestos y especies bacterianas.

Hongos

Para los hongos que son levaduras (como Candida), los métodos de prueba de susceptibilidad son similares a los utilizados para las bacterias. Sin embargo, las definiciones de MIC difieren según el fármaco y el tipo de levadura, por lo que hay puntos límite de 50% de disminución en la turbidez en comparación con los controles a las 24 h, 80% a las 48 h, o el aclaramiento total de la turbidez. Se ha demostrado extensamente que las pruebas de susceptibilidad y las MIC para los triazoles se correlacionan con los resultados clínicos.

Están disponibles las pruebas estandarizadas para los antifúngicos de equinocandina y los compuestos basados en anfotericina B. Las pruebas de susceptibilidad para los mohos también se han desarrollado, especialmente para las especies de Aspergillus. Se requiere una terminología diferente de las MIC cuando se evalúan las equinocandinas contra los mohos debido a que la carga fúngica no se puede medir fácilmente, dado que las hifas se dividirán en números impredecibles de hongos discretos cuando se encuentren bajo presión antifúngica. Además, las equinocandinas a menudo no inhiben por completo el crecimiento del moho, sino que causan daños reflejados por cambios morfológicos en las hifas. Por tanto, la concentración efectiva mínima (MEC) para las equinocandinas es la concentración de fármaco más baja a la que se observan hifas cortas, gruesas y altamente ramificadas en el examen microscópico.

Virus

En los ensayos fenotípicos del HIV, el RNA del HIV del paciente se extrae del plasma y los genes para los objetivos de los fármacos antirretrovirales como la transcriptasa inversa y la proteasa se amplifican. Los genes se insertan a continuación en un vector de HIV estándar que carece de secuencias genéticas análogas para producir un virus recombinante, que se coincuba con un fármaco de interés en un ensayo de viabilidad de células de mamíferos (Hanna y D'Aquila, 2001; Petropoulos et al. 2000). El crecimiento se compara con un virus testigo natural estandarizado.

Las pruebas genotípicas son ahora una parte estándar de la atención del HIV en muchas partes del mundo. Las pruebas más simples miden la presencia de mutaciones asociadas con la pérdida de susceptibilidad a un medicamento, es decir, que el organismo es "resistente" al medicamento y este no debe usarse para tratar a ese paciente.

Parásitos

Las pruebas de susceptibilidad para los parásitos, especialmente los que causan la malaria, se han realizado en el laboratorio. Las pruebas son similares a las del caldo para bacterias, hongos y virus. Las especies de Plasmodium en la sangre del paciente se cultivan ex vivo en presencia de diferentes disoluciones de fármaco antimalaria. Se usa una curva sigmoide E_máx para el efecto versus la concentración del fármaco para identificar IC₅₀ y E_máx. Estas pruebas de sensibilidad son generalmente pruebas de campo en sitios centinela que se usan para determinar si hay resistencia a los medicamentos en un área en particular. En general, las pruebas de susceptibilidad para infecciones parasitarias no están estandarizadas. Estas pruebas se usan principalmente en el entorno de investigación y no para la individualización de la terapia.

Aunque las pruebas de sensibilidad en el laboratorio son fundamentales para la toma de decisiones, no predice por completo la respuesta del paciente. En las pruebas de susceptibilidad, la concentración del fármaco es constante; por el contrario, en pacientes, la concentración del fármaco es dinámica y cambia constantemente. Los antibióticos se prescriben a un cierto horario (p. ej., tres veces al día) de modo que haya una periodicidad en las fluctuaciones del fármaco en el sitio de la infección, y el microbio se expone a una forma particular de la curva de concentración-tiempo. Harry Eagle realizó estudios sobre la penicilina y descubrió que la forma del perfil de concentración-tiempo era un determinante importante de la eficacia del antibiótico. Esta importante observación fue olvidada hasta que William Craig y sus colegas la redescubrieron y realizaron estudios sistemáticos sobre varias clases de antibióticos, iniciando la era de la PK/PD antimicrobiana (Ambrose et al., 2007; Craig, 2007). Estos hallazgos ahora se han extendido a la terapia de combinación y a los microbios que requieren largas duraciones de tratamiento, como Mycobacterium tuberculosis y HIV.

Hay tres preceptos a seguir en la terapia antimicrobiana:

Como ejemplo, la MIC de pirazinamida es un determinante importante de la respuesta de M. tuberculosis y de las medidas microbianas de curación (Chigutsa et al., 2015). De hecho, la respuesta microbiana está impulsada por la relación de AUC a MIC. De manera similar, en el tratamiento de la candidemia, la tasa de respuesta está determinada por la relación dosis/MIC (Rodríquez-Tudela et al., 2007). Esto no es una sorpresa porque el IC₅₀ se desplaza hacia la derecha con una disminución en la susceptibilidad (figura 52-3A).

La dosis en sí misma es una medida pobre de la exposición al medicamento. Por el contrario, la concentración real del fármaco lograda en el sitio de la infección es la medida importante. La forma de la relación entre la concentración de antibióticos no proteicos (exposición) frente a la muerte microbiana es la curva sigmoide inhibitoria E_máx de la figura 52-1. La muerte máxima está realmente en una asíntota, por lo que las exposiciones antimicrobianas no unidas a proteínas asociadas con 80-90% de E_máx se denominan concentraciones óptimas. A menudo, esta exposición puede identificarse fácilmente en modelos preclínicos y aplicarse directamente a las poblaciones de pacientes, siempre que se tengan en cuenta las diferencias interespecies en la unión a proteínas y la variabilidad farmacocinética.

Como ejemplo, considere un antibiótico con un suero t_1/2 de 3 h que se está usando para tratar una infección de la corriente sanguínea por un patógeno con una MIC de 0.5 mg/L; el antibiótico se administra con un intervalo de dosificación de 24 h (es decir, un horario de una vez al día). La figura 52-4A muestra la curva de concentración-tiempo del antibiótico, con las definiciones de C_Pmáx, AUC y la fracción del intervalo de dosificación para el cual la concentración del fármaco permanece por encima de la MIC (T>MIC), como se muestra. El AUC es una medida de la concentración total de fármaco y se calcula tomando una integral entre dos puntos de tiempo, 0-24 h (AUC_0-24) en este caso.

Ahora, si se cambiara el programa de dosificación de la misma cantidad de antibiótico dividiéndolo en tres dosis iguales administradas a las 0, 8 y 16 h, la forma de la curva de concentración-tiempo cambia a la que se muestra en la figura 52-4B. Debido a que se ha administrado la misma dosis acumulativa para el intervalo de dosificación de 24 h, el AUC_0-24 será similar ya sea que se administre una vez al día o tres veces al día. Para el mismo patógeno, por tanto, el cambio en el programa de dosis no cambia el AUC_0-24/MIC. Sin embargo, la C_Pmáx disminuirá en un tercio cuando la dosis total se divide en tercios y se administra con más frecuencia (figura 52-4B). Por tanto, cuando una dosis se fracciona y se administra con más frecuencia, la relación C_Pmáx/MIC disminuye. Por el contrario, el tiempo que la concentración del fármaco persiste por encima de MIC (T > MIC) aumentará con el horario de dosificación más frecuente, a pesar de la misma dosis acumulada que se administra. ¿Cuál de los tres índices (AUC/MIC, C_Pmáx/MIC, o T > MIC) es el más importante para el resultado que se evalúa (como muerte microbiana)? Un enfoque común para la respuesta es determinar cuál de estos patrones se aproxima mejor a una curva sigmoide inhibitoria E_máx perfecta (basado en diversas evaluaciones estadísticas de las virtudes del ajuste) en la ecuación 52-1.

Algunas clases de agentes antimicrobianos descontaminan mejor cuando la concentración persiste por encima de la MIC durante periodos más largos del intervalo de dosificación. De hecho, el aumento de la concentración del fármaco más allá de cuatro a seis veces la MIC no aumenta la muerte microbiana por tales antibióticos. Dos buenos ejemplos son los antibacterianos β-lactámicos (p. ej., penicilina) y el agente antifúngico 5-flourocitosina (Ambrose et al., 2007; Andes y Van Ogtrop, 2000). Generalmente hay buenas explicaciones bioquímicas para este patrón; la implicación clínica, sin embargo, es que un fármaco optimizado por T > MIC debe dosificarse con mayor frecuencia o, si es posible, debe prolongarse su t_1/2 mediante otros fármacos, de modo que las concentraciones del fármaco persistan por encima de MIC (o EC₉₅) siempre que sea posible. Por tanto, la efectividad de la penicilina se mejora cuando se administra como una infusión continua. Algunos antibióticos, como la ceftriaxona (t_1/2 = 8 h), tienen vidas medias largas, de modo que la dosificación infrecuente varias veces al día todavía optimiza la T > MIC. Por otro lado, los inhibidores de la proteasa del HIV a menudo se "potencian" con ritonavir. Este "impulso" inhibe el metabolismo de los inhibidores de la proteasa mediante los CYP 3A4 y 2D6, prolongando así el tiempo por encima de EC₉₅.

Por el contrario, la concentración máxima es lo que importa para otros agentes antimicrobianos. La persistencia de la concentración por encima de la MIC tiene menos relevancia para estos medicamentos, lo que significa que se pueden dosificar más intermitentemente. Los aminoglucósidos son un excelente ejemplo de esta clase; son altamente efectivos cuando se administran una vez al día. Estos fármacos vinculados a C_Pmáx/MIC a menudo se pueden administrar con menos frecuencia debido a su larga duración de PAE, con una eficacia que continúa mucho después de que las concentraciones de antibióticos disminuyan por debajo de la MIC.

La rifampicina es un fármaco de este tipo (Gumbo et al., 2007a). La entrada de rifampicina en M. tuberculosis aumenta con el incremento de la concentración en el microambiente del bacilo, probablemente debido a un proceso de transporte saturable. Una vez dentro de la bacteria, el anillo macrocíclico del fármaco se une a la subunidad β de la RNA polimerasa dependiente de DNA (rpoB) para formar un complejo fármaco-enzima estable en 10 minutos, un proceso que no mejora con una incubación más prolongada del fármaco y la enzima y sólo se revierte lentamente. El PAE de la rifampicina es largo y depende de la concentración (Gumbo et al., 2007a).

Existe un tercer grupo de medicamentos para los cuales es la dosis acumulativa lo que importa, y para los cuales el programa de dosificación diaria no tiene efecto sobre la eficacia. Por tanto, lo que más importa es la relación de la concentración total (AUC) a MIC y no el tiempo que la concentración persiste por encima de un cierto umbral. Los agentes antibacterianos como la daptomicina entran en esta clase (Louie et al., 2001). Estos agentes también tienen un buen PAE. El AUC/IC₅₀ explica por qué el tenofovir y la emtricitabina (inhibidores de la transcriptasa inversa análogos de nucleósidos) se han combinado en una píldora, administrada una vez al día para el tratamiento del sida.

La forma de la curva de concentración-tiempo que optimiza la supresión de la resistencia a menudo es diferente a la que optimiza la destrucción microbiana. En muchos casos, la exposición al medicamento asociada con la supresión de la resistencia es mucho más alta que la de la muerte óptima. Idealmente, esta mayor exposición debe lograrse con cada dosis en los pacientes para un efecto óptimo, en lugar de EC₈₀ como se discutió anteriormente. Sin embargo, esto a menudo se ve impedido por la toxicidad del fármaco en dosis más altas. Segundo, aunque la relación entre muerte y exposición se basa en el modelo inhibitorio sigmoide E_máx, el trabajo experimental con modelos preclínicos demostró que este modelo no se aplica a la supresión de la resistencia (Gumbo et al., 2007b; Tam et al., 2007).

Para resumir:

• La dosis óptima debe diseñarse para lograr una alta probabilidad de exceder el índice PK/PD microbiano EC₈₀, o un índice asociado con la supresión de la resistencia, dada la variabilidad farmacocinética de la población y la distribución de la MIC de los aislados microbianos clínicos.

• El programa de dosificación se elige en dependencia de si la eficacia está determinada por AUC/MIC (o AUC/EC₉₅), C_Pmáx/MIC o T > MIC. La duración de la terapia se elige según la mejor evidencia disponible.

Una forma útil de organizar los tipos y objetivos de la terapia antimicrobiana es considerar, en el horario de progresión de la enfermedad, dónde se inicia la terapia (figura 52-5); la terapia puede ser profiláctica, preventiva, empírica, definitiva o supresiva.

Terapia profiláctica

La profilaxis implica tratar a pacientes que aún no están infectados o que aún no han desarrollado una enfermedad. El objetivo de la profilaxis es prevenir la infección en algunos pacientes o prevenir el desarrollo de una enfermedad potencialmente peligrosa en aquellos que ya tienen evidencia de infección. El principio cardinal detrás de la profilaxis es la terapia dirigida.

Un importante avance reciente ha sido la comprensión de las funciones del microbioma humano en la salud. El bioma es una defensa crucial contra infecciones peligrosas y es importante en la absorción de vacunas. Tan extensa es la supuesta función preventiva del microbioma que la lista de condiciones cuando se interrumpe es larga, pero incluye afecciones comunes como alergias, autismo, cáncer, colitis asociada a antibióticos, diabetes y obesidad. Por tanto, en la profilaxis de rutina es necesario preservar el bioma nativo tanto como sea posible. De este modo, considere lo siguiente:

• Considere los antibióticos de espectro estrecho dirigidos a los organismos infecciosos más importantes (sitio quirúrgico potencial) y que no se dirijan a todas las bacterias posibles.

• Limite la duración de la profilaxis para que sea tan corta como el tiempo en que se espera la contaminación máxima (p. ej., durante las incisiones y el procedimiento quirúrgico) y no se prolongue más allá de este tiempo.

• Aplique el razonamiento PK/PD, como se describió anteriormente.

Profilaxis en pacientes inmunodeprimidos

La profilaxis se usa en pacientes inmunodeprimidos, como los que tienen HIV-sida o después del trasplante y con medicamentos antirrechazo. La eficacia de la profilaxis en estos pacientes se apoya en evidencia de gran calidad (Centers for Disease Control and Prevention et al., 2000, DHHS Panel, 2015). En estos grupos de pacientes, se administra una terapia antiparasitaria, antibacteriana, antiviral y antifúngica específica basada en el patrón bien definido de los patógenos que son las principales causas de morbilidad durante la inmunodepresión. Un análisis de riesgo-beneficio determina la elección y la duración de la profilaxis. La profilaxis de infecciones oportunistas en pacientes con sida se inicia cuando el recuento de CD4 cae por debajo de 200 células/mm³, y se interrumpe cuando el recuento de CD4 sube por encima de 200 células/mm³. En pacientes postrasplante, la profilaxis depende del tiempo transcurrido desde el procedimiento de trasplante, lo cual está relacionado con la intensidad del uso y el tipo de terapia inmunodepresora. La profilaxis debe suspenderse en pacientes que se desempeñan bien en ciertos puntos de referencia, como 1 año después del trasplante. Las infecciones para las que se administra profilaxis incluyen Pneumocystis jiroveci, Mycobacterium avium-intracellulare, Toxoplasma gondii, especies de Candida, especies de Aspergillus, Citomegalovirus y otras Herpesviridae. En general, la dosis profiláctica es menor que cuando se usa el mismo medicamento para el tratamiento de urgencia.

Quimioprofilaxis para procedimientos quirúrgicos

La infección de la herida se produce cuando hay un número crítico de bacterias en la herida en el momento del cierre, y la quimioprofilaxis puede usarse para prevenir las infecciones de la herida después de los procedimientos quirúrgicos. Los agentes antimicrobianos dirigidos contra los microorganismos invasores pueden reducir el número de bacterias viables por debajo del nivel crítico y así prevenir la infección. Debido a que el S. aureus es consecuentemente el organismo más común que causa infecciones del sitio quirúrgico, se han desarrollado programas para descolonizar al paciente de este organismo antes de la cirugía cardiaca y ortopédica. Los enfoques para disminuir las infecciones del sitio quirúrgico implican la pesquisa, mediante el cultivo de las fosas nasales del paciente y otros sitios de colonización antes de la cirugía y descolonizando cualquier S. aureus con mupirocina intranasal dos veces al día y baños de gluconato de clorhexidina diariamente hasta 5 días antes de la cirugía, seguido de los antibióticos sistémicos perioperatorios usuales (Schweizer et al., 2015).

El antibiótico sistémico utilizado se elige en función del patógeno que con mayor probabilidad contaminará la incisión, que a su vez depende del sitio donde se esté realizando el procedimiento (Bratzler et al., 2013). Los patógenos más comunes que infectan los sitios de incisión después de una cirugía limpia son los estafilococos, específicamente el S. aureus y los estafilococos coagulasas negativos. En la cirugía contaminada limpia sobre el abdomen y la pelvis, los mismos organismos siguen siendo importantes, pero las especies de Enterococcus y los bastoncillos Gram negativos también son comunes. La dosis antimicrobiana perioperatoria se debe administrar por vía intravenosa dentro de los 60 minutos previos a la incisión quirúrgica, de modo que las concentraciones estén por encima de la MIC del organismo en el momento de la incisión. La frecuencia de redosificación durante el procedimiento se basa en la vida media del medicamento para tener concentraciones antibióticas adecuadas por encima de la MIC hasta el cierre de la incisión quirúrgica. Esto es especialmente importante para aquellos antibióticos β-lactámicos que tienen semividas cortas; éstos se deben volver a dosificar a intervalos de dos veces la vida media. Se recomienda que la duración de la profilaxis sea más corta que 24 horas después de la operación y en muchos casos sea sólo una dosis única.

Los tipos de procedimientos quirúrgicos para los que se requiere profilaxis sistémica con antibióticos se han ampliado recientemente (tabla 52-1) (Bratzler et al., 2013). Las pautas, basadas en el consenso de los líderes de opinión, también sugieren que los mismos principios para adultos se apliquen a los niños. Sin embargo, tenga en cuenta que la farmacocinética de los antibióticos puede diferir en los niños.

Profilaxis en pacientes con riesgo de endocarditis infecciosa

Los pacientes con mayor riesgo de endocarditis infecciosa para los que se recomienda la profilaxis se dividen en cuatro grupos (Wilson et al., 2007):

• Aquellos con un material protésico utilizado para reparar o reemplazar la válvula cardiaca.

• Pacientes que han tenido endocarditis infecciosa previa.

• Pacientes con cardiopatía congénita, como cardiopatía cianótica no reparada, o dentro de los 6 meses posteriores a la reparación de la enfermedad cardiaca con material protésico, o aquellos con defectos residuales adyacentes al material protésico.

• Pacientes con trasplante poscardiaco con defectos de la válvula cardiaca.

La quimioprofilaxis es razonable cuando estos pacientes se someten a procedimientos dentales si se manipula el tejido gingival o la región periapical de los dientes o la perforación de la mucosa oral, pero no para otros procedimientos dentales. La terapia recomendada es una dosis única de amoxicilina oral de 30 minutos a 1 hora antes del procedimiento; ampicilina intravenosa o ceftriaxona en aquellos que no pueden tomar medicamentos orales; o macrólido o clindamicina para pacientes alérgicos a los agentes β-lactámicos. La terapia puede administrarse no más de 2 horas después del procedimiento para los pacientes que no recibieron la profilaxis antes del procedimiento (Wilson et al., 2007).

Profilaxis para procedimientos en tejidos infectados

La profilaxis también es razonable para los procedimientos que involucrarán la piel y los tejidos blandos infectados, así como las vías respiratorias infectadas, pero no en los procedimientos de rutina genitourinarios y del tracto GI. Si se conoce el organismo causante de la infección, entonces el antibiótico profiláctico para pacientes sometidos a estos procedimientos debe adaptarse a ese organismo.

La profilaxis posterior a la exposición

La profilaxis posterior a la exposición se puede usar para proteger a las personas sanas de la adquisición o invasión de microorganismos específicos a los que están expuestos. Los ejemplos exitosos de esta práctica incluyen administración de rifampicina para prevenir la meningitis meningocócica en personas que están en contacto cercano con un caso, prevención de gonorrea o sífilis después del contacto con una persona infectada, y macrólidos después del contacto con casos confirmados de tos ferina.

Para el HIV, actualmente existen pruebas claras de que la terapia antirretroviral es parte de la profilaxis en cuatro situaciones: 1) terapia antirretroviral inmediata para la pareja en una pareja serodiscordante; 2) profilaxis previa a la exposición para todos los grupos de población en riesgo sustancial de infección por HIV; 3) prevención de la transmisión de madre a hijo, y 4) profilaxis posterior a la exposición, que es después de la exposición accidental al HIV en fluidos corporales. Se recomienda administrar por lo menos tres medicamentos durante al menos 28 días.

Se recomienda el inhibidor de la neuraminidasa oseltamivir para la prevención de la influenza A y B en adultos sanos y niños con contacto cercano de casos confirmados en el laboratorio (Hayden y Pavia, 2006). Finalmente, la transmisión de la sífilis de madre a hijo es también un importante problema de salud pública para el cual se han ideado regímenes quimioterapéuticos específicos, según la localidad. La terapia profiláctica para la sífilis durante el embarazo es efectiva para reducir la muerte neonatal y las malformaciones neurológicas, auditivas y óseas infantiles.

Terapia preventiva

La terapia preventiva se usa como un sustituto de la profilaxis universal y como terapia temprana dirigida a pacientes de alto riesgo que ya tienen una prueba de laboratorio o de otro tipo, lo cual indica que un paciente asintomático está infectado. El principio es que la administración de la terapia antes del desarrollo de los síntomas hace que desaparezca la enfermedad inminente, y la terapia es por una duración breve y definida. Esto se ha aplicado en la clínica a la terapia para CMV después de trasplantes de células madre hematopoyéticas y después de un trasplante de órgano sólido (Gerna et al., 2008). Cuando se dispone de pruebas de mejora rápida (p. ej., basadas en la PCR), la estrategia preventiva ahora es más preferible que la profilaxis universal para CMV.

Terapia empírica en el paciente sintomático

¿Debe un paciente sintomático ser tratado de inmediato? La acción refleja para asociar la fiebre con infecciones tratables y prescribir una terapia antimicrobiana sin más evaluación es irracional y potencialmente peligrosa.

La primera consideración al seleccionar un antimicrobiano es determinar si el medicamento está indicado. El diagnóstico puede enmascararse si se inicia la terapia y no se obtienen los cultivos apropiados. Los agentes antimicrobianos son potencialmente tóxicos y pueden promover la selección de microorganismos resistentes. Para algunas enfermedades, el riesgo de esperar unos pocos días es bajo, y estos pacientes pueden esperar pruebas microbiológicas de infección sin tratamiento empírico. Si los riesgos de la espera son altos, basado en el estado inmunitario del paciente u otros factores de riesgo conocidos, entonces el inicio de una terapia antimicrobiana empírica óptima debe basarse en la presentación y la experiencia clínicas. Además, las técnicas de laboratorio simples y rápidas están disponibles para el examen de los tejidos infectados.

El método más valioso y comprobado para la identificación inmediata de bacterias es el examen de la secreción infectada o del fluido corporal con tinción de Gram. En áreas de malaria endémica, o en viajeros que regresan de dicha área, un simple frotis de gota gruesa y fina puede significar la diferencia entre la supervivencia de un paciente con la terapia apropiada o la muerte mientras se usa la terapia incorrecta para una presunta infección bacteriana. Por otro lado, los pacientes neutropénicos con fiebre tienen un alto riesgo de mortalidad y, en estado febril, se presume que tienen una infección bacteriana o fúngica. Por tanto, se suminstra una combinación de amplio espectro de agentes antibacterianos y antifúngicos que hacen frente a infecciones comunes encontradas en pacientes granulocitopénicos. El rendimiento de los cultivos sigue siendo obligatorio con miras a modificar la terapia antimicrobiana con los resultados de cultivo.

Terapia definitiva con patógeno conocido

Una vez que se ha identificado un patógeno y se dispone de los resultados de susceptibilidad, la terapia se debe simplificar a un antibiótico objetivo específico. Se prefiere la monoterapia para disminuir el riesgo de toxicidad antimicrobiana y la selección de patógenos resistentes a los antimicrobianos. Las dosis antimicrobianas adecuadas y los horarios de dosificación son cruciales para maximizar la eficacia y minimizar la toxicidad. Además, la duración de la terapia debe ser tan breve como sea necesario. Las terapias innecesariamente prolongadas conducen a la aparición de la resistencia.

La terapia de combinación es una excepción, en lugar de una regla. Una vez que se ha aislado un patógeno, no debería haber ninguna razón para usar antibióticos múltiples, excepto cuando la evidencia sugiere terminantemente lo contrario. El uso de dos agentes antimicrobianos cuando uno es suficiente conduce a una mayor toxicidad y a un daño innecesario a la flora fúngica y bacteriana protectora del paciente. Hay circunstancias especiales donde la evidencia favorece la terapia combinada:

• Prevención de la resistencia a la monoterapia.

• Aceleración de la rapidez de la muerte microbiana.

• Potenciación de la eficacia terapéutica mediante el uso de interacciones sinérgicas o la mejora de la muerte por un fármaco en función de una mutación generada por la resistencia a otro fármaco.

• Reducción de la toxicidad (p. ej., cuando se puede lograr una eficacia suficiente de un agente antibacteriano solo a dosis que son tóxicas para el paciente y se administra conjuntamente un segundo fármaco para permitir la reducción de la dosis del primer fármaco).

Las situaciones clínicas para las que se recomienda la terapia combinada incluyen la terapia antirretroviral para el sida; terapia antiviral para la hepatitis B y C; el tratamiento de la tuberculosis, M. avium-intracellulare y lepra; combinaciones de dosis fijas de medicamentos antimaláricos; el tratamiento de Cryptococcus neoformans con flucitosina y anfotericina B; durante la terapia empírica para pacientes con neutropenia febril, y para el sida avanzado con fiebre. La combinación de una sulfonamida y un inhibidor de DHFR, como el trimetoprim, es sinérgica debido a la inhibición de los pasos secuenciales en la síntesis microbiana de folato; una combinación fija de sulfametoxazol y trimetoprim es activa contra organismos que pueden ser resistentes sólo a sulfonamidas.

Terapia supresora postratamiento

En algunos pacientes, la infección es controlada pero no completamente erradicada por la ronda inicial de tratamiento antimicrobiano, y el defecto inmunológico o anatómico que condujo a la infección original aún está presente. En tales pacientes, la terapia se continúa a una dosis más baja. Esto es común en pacientes con sida y pacientes postrasplante. El objetivo se asemeja más a una profilaxis secundaria. Sin embargo, los riesgos de toxicidad por la larga duración de la terapia siguen siendo reales. En este grupo de pacientes, la terapia supresora se interrumpe eventualmente si mejora el sistema inmune del paciente.

Los agentes antimicrobianos se vieron como curas milagrosas cuando se introdujeron por primera vez en la práctica clínica. Sin embargo, como se hizo evidente poco después del descubrimiento de la penicilina, la resistencia se desarrolla y atenúa el brillo del milagro. Este significativo desarrollo siempre está presente con cada nuevo agente antimicrobiano y amenaza con el final de la era antimicrobiana. Hoy en día, todas las clases principales de antibióticos se asocian con la aparición de una resistencia significativa. Dos factores principales se asocian con la aparición de la resistencia a los antibióticos: la evolución y las prácticas clínicas/ambientales. Cuando una especie microbiana está sujeta a una amenaza existencial, química o de otro tipo, esa presión seleccionará mutaciones aleatorias en el genoma de la especie que permitan la supervivencia. Los patógenos evolucionarán para desarrollar resistencia a la guerra química a la que los sometemos. Esta evolución es ampliamente asistida por las malas prácticas terapéuticas de los trabajadores de la salud y el uso indiscriminado de antibióticos en la agricultura y la cría de animales.

La resistencia a los antimicrobianos puede desarrollarse en uno o más pasos en los procesos por los cuales un medicamento alcanza y se combina con su objetivo. Por tanto, el desarrollo de la resistencia puede deberse a:

• Entrada reducida del antibiótico en el patógeno.

• Aumento de la expulsión de antibióticos por bombas de eflujo.

• Liberación de enzimas microbianas que alteran o destruyen el antibiótico.

• Alteración de las proteínas blanco.

• Desarrollo de vías alternativas a las inhibidas por el antibiótico.

Los mecanismos mediante los cuales se desarrolla dicha resistencia pueden incluir la adquisición de elementos genéticos que codifican el mecanismo resistente, mutaciones que se desarrollan bajo presión antibiótica o inducción constitutiva.

Resistencia debido a la entrada reducida de fármacos en el patógeno

La membrana externa de las bacterias Gram negativas es una barrera semipermeable que excluye la entrada de moléculas polares grandes en la célula. Pequeñas moléculas polares, incluidos muchos antibióticos, ingresan a la célula a través de canales de proteínas llamados porinas. La ausencia de la mutación o la pérdida de un canal de porina favorecido pueden ralentizar la velocidad de entrada del fármaco en una célula o evitar la entrada por completo, reduciendo efectivamente la concentración del fármaco en el sitio objetivo. Si el objetivo es intracelular y el fármaco requiere un transporte activo a través de la membrana celular, una mutación o cambio fenotípico que ralentiza o anula este mecanismo de transporte puede conferir resistencia. Por ejemplo, el Trypanosoma brucei se trata con suramina y pentamidina durante las primeras etapas, pero se utilizan el melarsoprol y la eflornitina cuando existe una enfermedad del CNS (enfermedad del sueño). El melarsoprol es absorbido activamente por el transportador de tripanosoma P2. Cuando el parásito carece del transportador P2 o tiene una forma mutante, la resistencia al melarsoprol y la resistencia cruzada a la pentamidina se producen debido a la reducción de la absorción del fármaco (Ouellette, 2001).

Resistencia debido al eflujo de fármacos

Los microorganismos pueden sobreexpresar bombas de eflujo y luego expulsar a los antibióticos, a los cuales los microbios serían susceptibles. Existen cinco sistemas principales de bombas de eflujo que son relevantes para los agentes antimicrobianos:

• El extrusor multifármaco y toxina.

• Los principales transportadores facilitadores de la superfamilia.

• El pequeño sistema de resistencia a múltiples fármacos.

• Los exportadores de la división de modulación de resistencia.

• Transportadores ABC.

Las bombas de eflujo son un mecanismo prominente de resistencia para parásitos, bacterias y hongos. Una de las consecuencias trágicas de la aparición de la resistencia ha sido el desarrollo de la resistencia a los medicamentos por el Plasmodium falciparum. La resistencia a la mayoría de los medicamentos antimaláricos, específicamente la cloroquina, la quinina, la mefloquina, la halofantrina, la lumefantrina y la combinación arteméter-lumefantrina está mediada por un transportador ABC codificado por el gen 1 (Pfmdr1) de resistencia a múltiples fármacos P. falciparum (Happi et al., 2009). Las mutaciones puntuales en el gen Pfmdr1 conducen a la resistencia a los medicamentos y al fracaso de la quimioterapia.

El flujo de salida del medicamento a veces funciona en conjunto con la resistencia cromosómica, como se ve en el Streptococcus pneumoniae y la M. tuberculosis. En estas situaciones, la inducción de las bombas de eflujo se produce temprano, lo que aumenta la MIC sólo modestamente. Sin embargo, este aumento de la MIC puede ser suficiente para permitir una mayor replicación microbiana, una continuación de la mutación y el desarrollo de la resistencia a través de mutaciones cromosómicas más fuertes (Gumbo et al., 2007b; Jumbe et al., 2006; Schmalstieg et al., 2012).

Resistencia debido a la destrucción de antibióticos

La inactivación de fármacos es un mecanismo común de resistencia a los medicamentos. La resistencia bacteriana a los aminoglucósidos y a los antibióticos β-lactámicos generalmente se debe a la producción de una enzima modificadora de aminoglucósidos o β-lactamasa.

Resistencia debido a la estructura blanco alterada

Una consecuencia común de las mutaciones únicas o múltiples es el cambio en la composición de aminoácidos y la conformación de la proteína blanco de un antimicrobiano. Este cambio puede conducir a una menor afinidad del fármaco por su blanco o a un profármaco de la enzima que activa el profármaco. Dichas alteraciones pueden deberse a la mutación del blanco natural (p. ej., resistencia a las fluoroquinolonas), modificación del blanco (p. ej., protección de tipo ribosómico a macrólidos y tetraciclinas) o adquisición de una forma resistente del blanco nativo susceptible (p. ej., resistencia a la meticilina estafilocócica causada por la producción de una proteína de unión a la penicilina de baja afinidad) (Hooper, 2002; Lim y Strynadka, 2002; Nakajima, 1999). En la resistencia al HIV, se encuentran mutaciones asociadas con una afinidad reducida por los inhibidores de la proteasa, los inhibidores de la integrasa, los inhibidores de la fusión y los inhibidores de la transcriptasa inversa no nucleósidos (Nijhuis et al., 2009). Del mismo modo, los benzimidazoles se usan contra innumerables helmintos y protozoos y funcionan uniéndose a la tubulina del parásito; las mutaciones puntuales en el gen de la β-tubulina conducen a la modificación de la resistencia a los fármacos y la tubulina (Ouellette, 2001).

Incorporación de medicamentos

Una situación poco común ocurre cuando un organismo no sólo se vuelve resistente a un agente antimicrobiano, sino que posteriormente comienza a necesitarlo para crecer. El enterococo, que desarrolla fácilmente resistencia a la vancomicina, puede, después de una exposición prolongada al antibiótico, desarrollar cepas que requieran vancomicina. En 1955, poco después de la introducción de la estreptomicina para la tuberculosis, Hashimoto aisló un mutante dependiente de estreptomicina de M. tuberculosis; éste crece en presencia del antibiótico, se vuelve inactivo en ausencia de la estreptomicina.

Resistencia debido a la escisión mejorada de fármacos incorporados

Los inhibidores de la transcriptasa inversa análogos de lo nucleósidos, como la zidovudina, son análogos de 2'-desoxirribonucleósidos que se convierten a su forma 5'-trifosfato y compiten con los nucleótidos naturales. Estos fármacos están incorporados en la cadena del DNA viral y causan la terminación de la cadena. Cuando la resistencia emerge a través de mutaciones en el gen de la transcriptasa inversa, se potencia la escisión fosforolítica del análogo de nucleósido terminador de cadena incorporado (Arion et al., 1998).

Cuasiespecies heterorresistentes y virales

La heterorresistencia se produce cuando un subconjunto de la población microbiana total es resistente, a pesar de que la población total se considera susceptible a las pruebas (Falagas et al., 2008; Rinder, 2001). Se espera que un subclón que tenga alteraciones en los genes asociados con la resistencia a los fármacos refleje las tasas de mutación normales (ocurrencia en 1 de 10⁶ a 10⁵ colonias). En las bacterias se ha descrito una heterorresistencia, especialmente para la vancomicina en el S. aureus y el Enterococcus faecium; la colistina en el Acinetobacter baumannii-calcoaceticus; la rifampicina, isoniazida y estreptomicina en la M. tuberculosis, y la penicilina en el S. pneumoniae (Falagas et al., 2008; Rinder, 2001). Se ha informado un aumento de las fallas terapéuticas y la mortalidad en pacientes con estafilococos heterorresistentes y M. tuberculosis (Falagas et al., 2008; Hofmann-Thiel et al., 2009). En cuanto a los hongos, se ha descrito la heterorresistencia que conduce a la falla clínica para el fluconazol en el C. neoformans y la Candida albicans (Marr et al., 2001; Mondon et al., 1999).

La replicación viral es más propensa a errores que la replicación en bacterias y hongos. La evolución viral bajo presión farmacológica e inmune ocurre con relativa facilidad, lo que comúnmente da como resultado variantes o cuasiespecies que pueden contener subpoblaciones resistentes a los medicamentos. Esto a menudo no se denomina heterorresistencia, pero el principio es el mismo: un virus puede considerarse susceptible a un medicamento porque las pruebas fenotípicas o genotípicas revelan "falta" de resistencia, aunque existe una subpoblación resistente justo por debajo del límite de detección de ensayo. Estas cuasiespecies minoritarias que son resistentes a los agentes antirretrovirales se han asociado con el fracaso de la terapia antirretroviral (Metzner et al., 2009).

Desarrollo de la resistencia a través de la selección de mutaciones

Las mutaciones son eventos aleatorios que confieren una ventaja de supervivencia cuando el medicamento está presente. La mutación y la selección de antibióticos de mutantes resistentes son la base molecular para la resistencia de muchas bacterias, virus y hongos. Las mutaciones pueden ocurrir en el gen que codifica lo siguiente:

• La proteína blanco, alterando su estructura para que ya no se una al fármaco.

• Una proteína involucrada en el transporte de fármacos.

• Una proteína importante para la activación o inactivación del fármaco.

• En un gen regulador o promotor que afecta la expresión del blanco, una proteína de transporte o una enzima inactivadora.

En algunos casos, una mutación en un solo paso da como resultado un alto grado de resistencia. En la M. tuberculosis katG, las mutaciones Ser315 causan resistencia a la isoniazida; la mutación M814V en el gen de transcriptasa inversa del HIVI-1 causa resistencia a lamivudina, y las mutaciones Ser645 de C. albicans fks1 causan resistencia a las equinocandinas.

En otras circunstancias, sin embargo, es la adquisición secuencial de mutaciones múltiples lo que conduce a una resistencia clínicamente significativa. Por ejemplo, la combinación de pirimetamina (un inhibidor de DHFR) y sulfadoxina (un inhibidor de DHPS) bloquea la ruta biosintética del folato en P. falciparum. La resistencia clínicamente significativa ocurre sólo cuando hay una mutación puntual en el gen DHPS acompañada de al menos una doble mutación en el gen DHFR.

Fenotipos hipermutables

La continuidad genética se logra principalmente mediante las actividades de replicación y reparación de las DNA polimerasas y los sistemas de reparación posreplicativos. El desarrollo de un defecto en uno de estos mecanismos de reparación conduce a un alto grado de mutaciones en muchos genes; tales aislados se denominan fenotipos mutadores (Mut) y pueden incluir mutaciones en genes que causan resistencia a antibióticos (Giraud et al., 2002). Esta selección de segundo orden de alelos hipermutables (mutadores) basados en alteraciones en los genes de reparación del DNA ha sido implicada en la aparición de cepas resistentes a múltiples fármacos del genotipo Beijing de M. tuberculosis (Rad et al., 2003).

Resistencia por adquisición externa de elementos genéticos

Como se ha descrito, la resistencia a los fármacos puede adquirirse por mutación y selección, con el paso del rasgo verticalmente a las células hijas, siempre que la mutación no sea letal, no altere apreciablemente la virulencia y no afecte a la replicación de la progenie. La resistencia a los medicamentos se adquiere con mayor frecuencia mediante la transferencia horizontal de determinantes de resistencia de una célula donadora, a menudo de otra especie bacteriana, mediante transducción, transformación o conjugación. La resistencia adquirida por transferencia horizontal puede diseminarse rápida y ampliamente ya sea por diseminación clonal de la cepa resistente o por transferencias posteriores a otras cepas receptoras susceptibles. La transferencia horizontal de la resistencia ofrece varias ventajas sobre la selección de la mutación. Se evita la mutación letal de un gen esencial; el nivel de resistencia a menudo es más alto que el producido por la mutación, lo que tiende a producir cambios en aumento. El gen, que aún se puede transmitir verticalmente, puede movilizarse y amplificarse rápidamente en una población mediante la transferencia a células susceptibles, y el gen de resistencia puede eliminarse cuando ya no ofrece una ventaja selectiva.

Transferencia horizontal de genes

Los elementos genéticos móviles facilitan enormemente la transferencia horizontal de genes de resistencia. Los elementos genéticos móviles incluyen plásmidos y fagos transductores. También participan otros elementos móviles: elementos transponibles, integrones y casetes genéticos. Los elementos transponibles son de tres tipos generales: secuencias de inserción, transposones y fagos transponibles. Sólo las secuencias de inserción y los transposones son importantes para la resistencia. Existen numerosos modos de transferencia de resistencia horizontal:

• Las secuencias de inserción son segmentos cortos de DNA que codifican funciones enzimáticas (p. ej., transposasa y resolvasa) para la recombinación de sitio específico con secuencias de repetición invertidas en cualquier extremo. Pueden copiarse e insertarse en un cromosoma o un plásmido. Las secuencias de inserción no codifican resistencia, pero funcionan como sitios para la integración de otros elementos que codifican resistencia (p. ej., plásmidos o transposones).

• Los transposones son secuencias de inserción, elementos móviles que se escinden e integran en el DNA genómico o plasmídico bacteriano (p. ej., de plásmido a plásmido, de plásmido a cromosoma, o de cromosoma a plásmido). Básicamente, un gen de resistencia puede "ser transportado o arrastrado" con un elemento transferible desde el huésped hacia un receptor.

• Los integrones no son formalmente móviles y no se copian a sí mismos, sino que codifican una integrasa y proporcionan un sitio específico en el que se integran los casetes genéticos móviles.

• Los casetes genéticos codifican los determinantes de resistencia, que generalmente carecen de un promotor, con una secuencia de repetición corriente abajo. La integrasa reconoce esta secuencia de repetición y dirige la inserción del casete en una posición detrás de un promotor fuerte que está presente en el integrón. Los integrones pueden estar ubicados dentro de transposones o en plásmidos y, por tanto, pueden ser movibles o localizados en el cromosoma.

• La transducción es la adquisición de DNA bacteriano de un fago (un virus que se propaga en las bacterias) que ha incorporado el DNA de una bacteria huésped previa dentro de su capa de proteína externa. Si el DNA incluye un gen para la resistencia a los medicamentos, la célula bacteriana recién infectada puede adquirir resistencia. La transducción es particularmente importante en la transferencia de resistencia a antibióticos entre cepas de S. aureus.

• La transformación es la captación e incorporación en el genoma del huésped por recombinación homóloga de DNA libre liberado en el ambiente por otras células bacterianas. La transformación es la base molecular de la resistencia a la penicilina en neumococos y Neisseria.

• La conjugación es la transferencia de genes mediante el contacto directo célula a célula a través de un pilus o puente sexual, que permite la transferencia de múltiples genes de resistencia en un solo evento. El material genético transferible consiste en dos conjuntos diferentes de genes codificados por plásmidos en el mismo plásmido o en plásmidos diferentes: uno que codifica la resistencia actual y otro que codifica genes necesarios para la conjugación bacteriana. La conjugación con el intercambio genético entre microorganismos patógenos y no patógenos probablemente se produce en el tracto GI. La eficiencia de la transferencia es baja; sin embargo, los antibióticos pueden ejercer una poderosa presión selectiva para permitir la aparición de la cepa resistente. La transferencia genética por conjugación es común entre los bacilos Gram negativos, y la resistencia se confiere a una célula susceptible como un evento único. Los enterococos también contienen una amplia gama de plásmidos conjugativos de rango de huésped que están implicados en la transferencia y diseminación de genes de resistencia entre organismos Gram positivos.